Rabu, 09 Juni 2010

EKOSISTEM DANAU

BAB I
PENDAHULUAN

1.1 Latar belakang
Hubungan saling mempengaruhi antara makhluk hidup dengan lingkungannya membentuk suatu sistem disebut ekosistem. Danau adalah salah satu bentuk ekosistem yang menempati daerah yang relatif kecil pada permukaan bumi dibandingkan dengan habitat laut dan daratan. Keberadaan ekosistem danau memberikan fungsi yang menguntungkan bagi kehidupan manusia (rumahtangga, industri, dan pertanian).
Beberapa fungsi danau secara ekosistem antara lain :
a. sebagai sumber plasma nutfah yang berpotensi sebagai penyumbang bahan genetik;
b. sebagai tempat berlangsungnya siklus hidup jenis flora/fauna yang penting,
c. sebagai sumber air yang dapat digunakan langsung oleh masyarakat sekitarnya (rumahtangga, industri dan pertanian);
d. sebagai tempat penyimpanan kelebihan air yang berasal dari air hujan, aliran permukaan, sungai-sungai atau dari sumber-sumber air bawah tanah;
e. memelihara iklim mikro, di mana keberadaan ekosistem danau dapat mempengaruhi kelembaman dan tingkat curah hujan setempat;
f. sebagai sarana transportasi untuk memindahkan hasil-hasil pertanian dari tempat satu ke tempat lainnya;
g. sebagai penghasil energi melalui PLTA;
h. sebagai sarana rekreasi dan objek pariwisata.

Dua hal lain yang ditawarkan ekosistem danau adalah:
a. Sebagai sumber air yang paling praktis dan murah untuk kepentingan domestik maupun industri,
b. Sebagai sistem pembuangan yang memadai dan paling murah (Connell & Miller,1995).
Di dalam suatu ekosistem danau terdapat kesatuan proses yang saling terkait dan mempengaruhi antar semua komponen, baik komponen yang hidup [biotik] dan komponen tak hidup [abiotik]. Komponen-komponen tersebut sangat berpengaruh dalam keseimbangan suatu ekosistem. Ekosistem di katakan seimbang apabila komposisi di antara komponen-komponen tersebut dalam keadaan seimbang. Ekosistem yang seimbang, keberadaannya dapat bertahan lama atau kesinambungannya dapat terpelihara. Perubahan ekosistem dapat mempengaruhi keseimbangannya, perubahan tersebut dapat terjadi secara alami serta dapat pula karena aktivitas dan tindakan manusia.
Untuk itu, sebagai mahasiswa bidang budidaya perairan perlu mempelajari tentang ekosistem danau mengenai komponen-komponen yang terkait di dalamnya.

1.2 Tujuan
a. Mahasiswa dapat mengetahui ruang lingkup ekosistem danau.
b. Mahasiswa dapat mengetahui permasalahan yang dapat merusak ekosistem danau dan upaya untuk menanggulangi permasalahan tersebut.











BAB II
PEMBAHASAN

2.1 Ekosistem danau
Salah satu ekosistem air tawar yang termasuk ekosistem air tenang adalah danau. Danau merupakan suatu badan air yang menggenang dan luasnya mulai dari beberapa meter persegi hingga ratusan meter persegi. Danau terjadi karena glacier, tanah longsor yang membendung lembah, pelarutan mineral tertentu dalam tanah sehingga permukaan tanah menurun membentuk cekungan. Danau juga dapat dibentuk oleh kawah gunung api yang sudah mati atau gobah yang terbentuk di pinggir laut.
Ekosistem danau ditandai oleh adanya bagian perairan yang dalam sehingga tumbuh-tumbuhan berakar tidak dapat tumbuh di bagian ini. Berbeda dengan ekosistem kolam yang tidak dalam (kedalamannya tidak lebih dari 4-5 meter) yang memungkinkan tumbuh-tumbuhan berakar dapat tumbuh di semua bagian perairan.
Komunitas tumbuhan dan hewan tersebar di danau sesuai dengan kedalaman dan jaraknya dari tepi. Ekosistem danau mempunyai 4 zona (daerah) yakni:
1. Daerah litoral
Daerah ini merupakan daerah dangkal. Cahaya matahari menembus dengan optimal. Air yang hangat berdekatan dengan tepi. Tumbuhannya merupakan tumbuhan air yang berakar dan daunnya ada yang mencuat ke atas permukaan air.
Komunitas organisme sangat beragam termasuk jenis-jenis ganggang yang melekat (khususnya diatom), berbagai siput dan remis, serangga, krustacea, ika€n, amfibi, reptilia air dan semi air seperti kura-kura dan ular, itik dan angsa, dan beberapa mamalia yang sering mencari makan di danau.
2. Daerah Limnetik
Daerah ini merupakan daerah air bebas yang jauh dari tepi dan masih dapat ditembus sinar matahari. Daerah ini dihuni oleh berbagai fitoplankton, termasuk ganggang dan sianobakteri. Ganggang berfotosintesis dan bereproduksi dengan kecepatan tinggi selama musim panas dan musim semi.
Zooplankton yang sebagian besar termasuk Rotifera dan udang-udangan kecil memangsa fitoplankton. Zooplankton dimakan oleh ikan-ikan kecil. Ikan kecil dimangsa oleh ikan yang lebih besar, kemudian ikan besar dimangsa ular, kura-kura, dan burung pemakan ikan.
3. Daerah Profundal
Daerah ini merupakan daerah yang dalam, yaitu daerah afotik danau. Mikroba dan organisme lain menggunakan oksigen untuk respirasi seluler setelah mendekomposisi detritus yang jatuh dari daerah limnetik. Daerah ini dihuni oleh cacing dan mikroba.
4. Daerah Bentik
Daerah ini merupakan daerah dasar danau tempat terdapatnya bentos dan sisa-sisa organisme mati.

Gambar 1. Empat Daerah Utama Pada Danau Air Tawar
Danau juga dapat dikelompokkan berdasarkan produksi materi organik-nya, yaitu sebagai berikut :
a. Danau Oligotropik
Oligotropik merupakan sebutan untuk danau yang dalam dan kekurangan makanan, karena fitoplankton di daerah limnetik tidak produktif. Ciri-cirinya, airnya jernih sekali, dihuni oleh sedikit organisme, dan di dasar air banyak terdapat oksigen sepanjang tahun.
b. Danau Eutropik
Eutropik merupakan sebutan untuk danau yang dangkal dan kaya akan kandungan makanan, karena fitoplankton sangat produktif. Ciri-cirinya
adalah airnya keruh, terdapat bermacam-macam organisme, dan
oksigen terdapat di daerah profundal.
Danau oligotrofik dapat berkembang menjadi danau eutrofik akibat adanya materi-materi organik yang masuk dan endapan. Perubahan ini juga dapat dipercepat oleh aktivitas manusia, misalnya dari sisa-sisa pupuk buatan pertanian dan timbunan sampah kota yang memperkaya danau dengan buangan sejumlah nitrogen dan fosfor. Akibatnya terjadi peledakan populasi ganggang atau blooming, sehingga terjadi produksi detritus yang berlebihan yang akhirnya menghabiskan suplai oksigen di danau tersebut.
Pengkayaan danau seperti ini disebut "eutrofikasi". Eutrofikasi membuat air tidak dapat digunakan lagi dan mengurangi nilai keindahan danau.
2.1.1. Susunan Ekosistem
Dilihat dari susunan dan fungsinya, ekosistem danau tersusun atas komponen sebagai berikut.


a. Komponen autotrof
(Auto = sendiri dan trophikos = menyediakan makan).
Autotrof adalah organisme yang mampu menyediakan/mensintesis makanan sendiri yang berupa bahan organik dari bahan anorganik dengan bantuan energi seperti matahari dan kimia. Komponen autotrof berfungsi sebagai produsen, contohnya tumbuh-tumbuhan hijau. Dengan demikian produsen merupakan sumber energi utama bagi organisme lain,yaitu konsumen.
b. Komponen heterotrof
(Heteros = berbeda, trophikos = makanan).
Heterotrof merupakan organisme yang memanfaatkan bahan-bahan organik sebagai makanannya dan bahan tersebut disediakan oleh organisme lain. Yang tergolong heterotrof adalah manusia, hewan, jamur, dan mikroba. Berdasarkan jenis makanannya,konsumen di kelompokkan sebagai berikut;
a) Pemekan tumbuhan [herbivora],nisalnyakambing,kerbau,kelini dan sapi.
b) Pemakan daging[karnivora],misalnya harimau,burung elang,dan serigala,
c) Pemakan tmbuhan dan daging[omnivora],misalnya ayam,itik, dan orabg hutan.
c. Pengurai (decomposer).
Kelompok ini berperan penting dalam ekosistem. Jika kelompok ini tidak ada, kita akan melihat sampah yang menggunung dan makhluk hidup yang mati tetap utuh selamanya. Dekomposer berperan sebagai pengurai,yang menguraikan zat-zat organic (dari bangkai) menjadi zat-zat organik penyusunnya.


d. Bahan tak hidup (abiotik)
Bahan tak hidup yaitu komponen fisik dan kimia yang terdiri dari tanah, air, udara, sinar matahari. Bahan tak hidup merupakan medium atau substrat tempat berlangsungnya kehidupan, atau lingkungan tempat hidup. Bagian dari komponen abiotik adalah ;
• Tanah.
Sifat-sifat fisik tanah yang berperan dalam ekosistem meliputi tekstur, kematangan, dan kemapuan menahan air.
• Air.
Hal-hal penting pada air yang mempengaruri kehidupan makhluk hidup adalah suhu air,kadar mineral air,salinitas,arus air,penguapan,dan kedalaman air.
• Udara.
Udara merupakan lingkungan abiotik yang berupa gas.Gas itu berbentuk atmosfer yang melingkupi makhluk hidup. Oksigen,karbon dioksida,dan nitrogen merupakan gas yang paling pentung bagi kehidupan makhluk hidup.
• Cahaya matahari
Cahaya matahari merupakan sumber energi utama bagi kehidupan di bumi ini. Namun demikian, penyebaran cahaya di bumi belum merata. Oleh karena itu, organisme harus menyesuaikan diri dengan lingkungan yang intensitas dan kualitas cahayanya berbeda.
• Suhu atau temperatur.
Setiap makhluk hidup memerlukan suhu optimum untuk kegiatan metabolisme dan perkembangbiakannya.



Organisme yang hidup di danau pada umumnya telah beradaptasi.
Adaptasi organisme danau adalah sebagai berikut.
a. Adaptasi tumbuhan
Tumbuhan yang hidup di danau biasanya bersel satu dan dinding selnya kuat seperti beberapa alga biru dan alga hijau. Air masuk ke dalam sel hingga maksimum dan akan berhenti sendiri. Tumbuhan tingkat tinggi, seperti teratai (Nymphaea gigantea), mempunyai akar jangkar (akar sulur). Hewan dan tumbuhan rendah yang hidup di habitat air, tekanan osmosisnya sama dengan tekanan osmosis lingkungan atau isotonis.
b. Adaptasi hewan
Ekosistem danau dihuni oleh berbagai organisme. Hewan tingkat tinggi yang hidup di ekosistem danau, misalnya salah satunya seperti ikan, dalam mengatasi perbedaan tekanan osmosis melakukan osmoregulasi untuk memelihara keseimbangan air dalam tubuhnya melalui sistem ekskresi, insang, dan pencernaan.

Gambar 2. Berbagai Organisme Air Tawar Berdasarkan Cara Hidupnya

Penggolongan organisme dalam air dapat berdasarkan aliran energi dan kebiasaan hidup.
1. Berdasarkan aliran energi, organisme dibagi menjadi autotrof (tumbuhan), dan fagotrof (makrokonsumen), yaitu karnivora predator, parasit, dan saprotrof atau organisme yang hidup pada substrat sisa-sisa organisme.
2. Berdasarkan kebiasaan hidup, organisme dibedakan sebagai berikut.
a. Plankton; terdiri alas fitoplankton dan zooplankton; biasanya melayang-layang (bergerak pasif) mengikuti gerak aliran air.
b. Nekton; hewan yang aktif berenang dalam air, misalnya ikan.
c. Neuston; organisme yang mengapung atau berenang di permukaan air atau bertempat pada permukaan air, misalnya serangga air.
d. Perifiton; merupakan tumbuhan atau hewan yang melekat/bergantung pada tumbuhan atau benda lain, misalnya eong.
e. Bentos; hewan dan tumbuhan yang hidup di dasar atau hidup pada endapan. Bentos dapat sessil (melekat) atau bergerak bebas, misalnya cacing dan remis. Lihat Gambar.
2.1.2 Ketergantungan Antarkomponen Ekosistem
Tidak ada makhluk hidup yang mampu hidup sendiri.Di antara makhluk hidup tersebut terjadi hubungan saling membutuhkan,atau dengan kata lain terjadi ketergantungan. Ketergantungan tidak hanya terjadi antar makhluk hidup [komponen biotik], tetapi juga terjadi antara komponen abiotik dan biotik.
Rantai makanan dan jaring-jaring makanan.
Rantai makanan adalah perpindahan materi dan energi dari makhluk hidup satu ke Makhluk hidup lain melalui proses makan di makan dengan urutan tertentu. Sedangkan Kumpulan rantai makanan yang saling berhubungan disebut jaring-jaring makanan.
Jika dalam suatu ekosistem di gambarkan jumlah populasi produsen sampai konsumen tertinggi, akan membentuk gambaran seperti piramida.Gambaran seperti ini disebut piramida makanan. Supaya piramida makanan tersusun dengan baik,populasi dalam suatu ekosistem harus seimbang.Oleh karena itu,populasi produsen harus lebih banyak dari pada populasi konsumen tingkat 1. Konsumen tingkat 1 harus lebih banyak dari pada konsumen tngkat 11.Dengan demikian,semakin tinggi tingkatan suatu konsumen, jumlahnya semakin sedikit.
Aliran energy
Dalam suatu ekosistem terjadi proses makan dan di makan yang di lakukan organisme untuk memperoleh tenaga atau energi. Jadi,proses makan dan di makan dalam suatu rantai makanan dan jaring-jaring makanan dapat di katakan sebagai proses aliran energi.
2.1.3 Keseimbangan Ekosistem.
Ekosistem dikatakan seimbang apabila komposisi di antara komponen-komponen tersebut dalam keadaan seimbang. Ekosistem yang seimbang, keberadaannya dapat bertahan lama atau kesinambungannya dapat terpelihara. Perubahan ekosistem dapat mempengaruhi keseimbangannya. Perubahan ekosistem dapat terjadi secara alami serta dapat pula karena aktivitas dan tindakan manusia.
1. Perubahan Ekosistem secara Alami
Perubahan ekosistem secara alami dapat terjadi karena adanya gangguan alam. Misalnya gunung meletus,kebakaran hutan, dan perubahan musim. Bencana alam dapat mengganggu keseimbangan ekosistem.


2. Perubahan Ekosisstem karena Tindakan Manusia
Perubahan ekosistem dapat terjadi karena tindakan manusia. Manusia merupakan salah satu komponen biotik dalam suatu ekosistem. Manusia mempunyai peranan dan tanggung jawab terhadap pengelolaan ekosistem. Akan tetapi, manusia juga dapat merusak ekosistem.

2.2 Kerusakan ekosistem danau
Penyebab rusaknya ekosistem danau

Sebagai sumber air paling praktis, danau sudah menyediakannya melalui terkumpulnya air secara alami melalui aliran permukaan yang masuk ke danau, aliran sungai-sungai yang menuju ke danau dan melalui aliran di bawah tanah yang secara alami. Bentuk fisik danaupun memberikan daya tarik sebagai tempat membuang yang praktis.

Jika semua dibiarkan demikian, maka akan mengakibatkan danau tak akan bertahan lama berada di muka bumi. Saat ini terlihat ekosistem danau tidak dikelola sebagaimana mestinya. Sebaliknya, untuk memenuhi kepentingan manusia, lingkungan sekitar danau diubah untuk dicocokkan dengan cara hidup dan cara bermukim manusia, atau bahkan kawasan ini sering dirombak untuk menampung berbagai bentuk kegiatan manusia seperti permukiman, prasarana jalan, saluran limbah rumah tangga, tanah pertanian, rekreasi dan sebagainya
.
Dengan kondisi tersebut, umumnya permasalahan yang timbul adalah:
1. Tidak jelasnya batas tata ruang pemanfaatan di kawasan danau yang mengakibatkan kerusakan hutan, pendangkalan danau secara terus menerus
2. Tandusnya gunung-gunung di sekitar danau sebagai daerah tangkapan air mengakibatkan debit air danau menurun di musim kemarau dan banjir di musim hujan.
3. Budidaya perairan danau dengan teknik karamba/floating net di danau yang tidak teratur mengakibatkan pencemaran sampah dan meningkatnya proses penyuburan rumput danau (arakan) yang menyebabkan tekanan ekologis terhadap habitat beberapa ikan dan biota danau endemik lainnya, yang terus berlangsung secara intensif.
4. Orientasi komersil masyarakat lokal di kawasan danau terhadap pertanian mengakibatkan monokultur yang tidak ramah lingkungan
5. Tekanan ekonomi secara umum dan kurangnya pemahaman masyarakat lokal terhadap pelestarian nilai dan potensi sumberdaya alamnya sejak lama mengakibatkan pengurasan sumberdaya alam dan menurunnya populasi keanekaragaman hayati endemik di kawasan sekitar danau
6. Pengembangan daerah pemukiman, pariwisata, dan pembangunan sarana publik di kawasan sekitar danau yang tidak memperhatikan aspek lingkungan mengakibatkan perusakan ekosistem daerah aliran sungai (DAS) secara tidak langsung
7. Menurunnya debit air danau mengancam suplai air untuk pembangkit listril tenaga air (PLTA), persawahan masyarakat dan PDAM setempat.

Selain itu, danau juga dapat dilihat sebagai kawasan yang memiliki potensi alam sumberdaya hayati ikan tawar dan merupakan daya tarik tersendiri bagi industri perikanan dan pariwisata. Tetapi sayangnya, karakteristik masyarakat setempat dalam memanfaatkan potensi alamnya masih sangat sederhana dalam berbagai aspek pengelolaannya. Permasalahan umum yang sering timbul adalah:
1. Pengembangan sarana wisata yang tidak terkendali mengakibatkan masyarakat lokal kehilangan akses terhadap tanah dan sumber daya alam.
2. Meningkatnya pencemaran sampah padat dari sungai-sungai yang bermuara ke danau dan kegiatan sekitar danau serta kegiatan wisata yang mengurangi nilai estetika dan meningkatnya kerusakan ekosistem
3. Pengelolaan sumberdaya alam yang tidak teratur karena keterdesakan permasalahan di atas dan tekanan ekonomi secara umum yang dihadapi masyarakat lokal serta kurangnya pemahaman terhadap pengelolaan sumberdaya alam berkelanjutan sehingga menimbulkan tindakan-tindakan yang merusak ekosistem

Sementara itu, kondisi ekosistem danau tidak lepas dari pengaruh kondisi sungai-sungai yang mengalir masuk (inlet) bagi danau. Danau merupakan bagian hulu dari DAS. Dari beberapa hasil penelitian, beberapa daerah aliran sungai (DAS) telah mengalami degradasi lingkungan, akibat kegiatan-kegiatan pembangunan pada sektor pertanian, kehutanan, perikanan, pariwisata dan industri di DAS. Hal ini mengakibatkan perubahan penggunaan lahan yang selain memberikan manfaat juga menimbulkan dampak negatif terhadap fungsi ekologi, ekonomi, dan estetika ekosistem danau. Sehingga seringkali terjadi pemanfaatan danau dan konservasi danau yang tidak berimbang, dimana pemanfaatan danau lebih mendominasi sumberdaya alam danau dan kawasan daerah aliran sungai (watershed). Hal ini mengakibatkan danau berada pada kondisi suksesi, yaitu berubah dari ekosistem perairan ke bentuk ekosistem daratan.

Pendangkalan akibat erosi maupun eutrofikasi merupakan penyebab suksesi suatu perairan danau. Hilangnya ekosistem danau mengakibatkan kekurangan cadangan air tanah pada suatu kawasan/wilayah yang bakal mengancam ketersediaan air bersih bagi kehidupan manusia dan makhluk hidup lainnya. Akibatnya, keberlanjutan suatu lingkungan hidup yang didalamnya terdapat manusia dan alam terancam tak dapat berlanjut. Oleh karena itu, diperlukan suatu kajian menyeluruh mengenai pola dan struktur pemanfaatan ruang di kawasan danau ini, yang kemudian dimanifestasikan menjadi peraturan daerah ke dalam bentuk Rencana Tata Ruang Kawasan Danau.


Upaya perbaikan ekosistem danau

Berdasarkan fungsi sebuah danau yang telah disebutkan di bagian sebelumnya, maka dapat dikatakan bahwa untuk menjaga fungsi tersebut untuk tetap berjalan, suatu ekosistem danau harus mampu mengatasi persoalan-persoalan yang mungkin muncul.

Upaya yang dilakukan untuk mencapai tujuan penyusunan rencana tata ruang wilayah, secara umum dilaksanakan melalui pendekatan-pendekatan:
• Pendekatan politis yang menyangkut berbagai aspek ideologi, politik, ekonomi, sosial, budaya, pertahanan dan keamanan;
• Pendekatan strategis yang menyangkut penentuan fungsi wilayah, pengembangan kegiatan wilayah dan pengembangan tata ruang wilayah yang merupakan penjabaran dan pengisian dari rencana-rencana pembangunan nasional dan daerah secara jangka panjang;
• Pendekatan teknis yang menyangkut upaya mengoptimasikan pemanfaatan ruang wilayah, diantaranya meliputi perbaikan lingkungan, meremajakan manajemen pertanahan, memberikan fasilitas dan utilitas secara tepat, mengefisiensikan pola transportasi dan menjaga kelestarian dan meningkatkan kualitas lingkungan perkotaan sesuai dengan kaidah teknis perencanaan.

Perencanaan dalam satu koridor solusi bagi daerah dalam bentuk rumusan yang membentuk sinergi sebesar-besarnya serta tidak saling bertentangan dengan lingkungan atas kegiatan-kegiatan sosial ekonomi serta dapat menjamin kelestarian lingkungan sesuai dengan asas pembangunan yang berkelanjutan sebagai merupakan dimensi (matra) spasial dari rencana pembangunan. Pendekatan yang dilakukan adalah dengan cara mengakomodasi semua pendapat/aspirasi para stakeholder melalui media diskusi. Aspirasi tersebut kemudian akan disaring menjadi satu pernyataan tujuan pengembangan ruang kawasan danau yang mendapat sinyal positif dari daerah dan pemerintah sendiri.
BAB III
KESIMPULAN
1. ekosistem danau tersusun atas komponen biotik dan komponen abiotik. Ekosistem danau ditandai oleh adanya bagian perairan yang dalam sehingga tumbuh-tumbuhan berakar tidak dapat tumbuh di bagian ini. Komunitas tumbuhan dan hewan tersebar di danau sesuai dengan kedalaman dan jaraknya dari tepi dengan 4 zona yang digolongkan ke dalam zona litoral, limnetik, profundal dan bentik. Selain itu berdasarkan produksi materi organik-nya danau dikelompokkan menjadi danau oligotropik dan eutropik. Dilihat dari susunan dan fungsinya, ekosistem danau tersusun atas komponen autotrof, heterotrof, decomposer dan abiotik. Sedangkan berdasarkan aliran energi dan kebiasaan hidupnya, hewan yang hidup di danau terdiri dari plankton, nekton, neuston, perifiton dan bentos. Yang mana semua komponen-komponen tersebut saling ketergantungan antar satu dengna lainnya.
2. Masalah yang menyebabkan terjadinya kerusakan ekosistem danau ialah pengelolaan potensi ekosistem danau tidak dikelola sebagaimana mestinya, antara lain seperti Pengembangan sarana wisata yang tidak terkendali, Meningkatnya pencemaran sampah padat dari sungai-sungai yang bermuara ke danau dan kegiatan sekitar danau. Upaya yang dapat dilakukan baik melalui Pendekatan politis, strategis maupun pendekatan teknis.






DAFTAR PUSTAKA

Coekh, udhi. 2009. Ekosistem.http://pengertianekosistem.blogspot.com/2009/02/ekosistem-1.html.
http://free.vlsm.org/v12/sponsor/Sponsor-Pendamping/Praweda/Biologi.

PERIKANAN

BAB VII. TEKNOLOGI PRODUKSI PAKAN ALAMI
Dari Crayonpedia
Langsung ke: navigasi, cari
7.1. JENIS-JENIS PAKANALAMI
Apakah pakan alami itu? Sebelum membicarakan tentang pakan alami perlu dipahami arti katanya. Pakan merupakan peristilahan yang digunakan dalam dunia perikanan yang mempunyai arti makanan. Sedangkan alami menurut arti katanya adalah sesuatu yang berasal dari alam. Oleh karena itu pakan alami adalah pakan yang dikonsumsi oleh organisme yang berasal darialam.
Pakan alami merupakan salah satu jenis pakan ikan hias dan ikan konsumsi air tawar, payau dan laut. Pakan alami adalah pakan yang disediakan secara alami dari alam dan ketersediaannya dapat di budidayakan oleh manusia, sedangkan pakan buatan adalah pakan yang hanya dibuat oleh manusia dengan menggunakanbeberapa bahan baku dan formulasi pakannya disesuaikan dengan kebutuhan ikan.
Dalam bab ini akan dibicarakan tentang pakan alami yang merupakan makanan yang sangat disukai oleh ikan hias dan ikan konsumsi. Pakan alami dapat diperoleh dengan melakukan usaha budidaya. Usaha budidaya pakan alami ini dapat dibagi atas dua
kelompok besar yaitu : penyediaan pakan alami yang selektif dan penyediaan pakan alami secara nonselektif seperti pemupukan di lahan perairan. Penyediaan pakan alami secara selektif adalah melakukan budidaya pakan alami ini secara terpisah dengan wadah budidaya ikan, sedangkan budidaya pakan alami secara nonselekstif adalah melakukan budidaya pakan alami bergabung dengan ikan yang
akan dibudidayakan dimana kegiatan tersebut dilakukan pada saat dilakukan persiapan kolam untuk budidaya.
Agar dapat membudidayakan pakan alami maka harus dikuasai teknik budidayanya yang didasarkan pada pengetahuan aspek biologi dan kimianya yang mencakup: morfologi, tahapan stadia perkembangbiakkannya, daur hidup dan habitat, kecepatan dan tingkat pertumbuhan, kebiasaan dan cara makan atau unsur hara yang dibutuhkan untuk hidup dan pertumbuhan serta nilai gizi pakan alami.
Pakan alami sangat cocok untuk benih ikan/udang dan ikan hias karena pakan alami sangat mudah dicerna didalam tubuh benih
ikan/udang dan ikan hias. Selain itu nilai gizi pakan alami sangat lengkap dan sesuai dengan tubuh ikan, tidak menyebabkan penurunan kualitas air pada wadah budidaya ikan, meningkatkan daya tahan tubuh benih ikan terhadap penyakit dan perubahan kualitas air, mudah ditangkap karena pergerakan pakan alami tidak begitu aktif dan berukuran kecil sesuai dengan bukaan mulut larva.
Pakan alami yang dapat dibudidayakan dan banyak terdapat dialam dapat dikelompokkan menjadi tiga yaitu phytoplankton, zooplankton dan benthos. Phytoplankton adalah organisme air yang melayang-layang mengikuti pergerakan air dan berupa jasad nabati. Dalam siklus hidupnya phytoplankton melakukan proses fotosintesa dan berukuran kecil yaitu terdiri dari satu sel atau beberapa sel.
Bentuk phytoplankton antara lain: oval, bulat dan seperti benang.
Phytoplankton yang hidup di dalam perairan ini akan memberikan warna yang khas pada perairan tersebut seperti berwarna hijau, biru atau coklat. Hal ini dikarenakan didalam tubuh phytoplankton terdapat zat warna atau pigmen. Zat warna atau pigmen ini dapat diklasifikasikan yaitu :
1. Warna biru (Fikosianin)
2. Warna hijau (Klorofil)
3. Warna pirang (Fikosantin)
4. Warna merah (Fikoeritrin)
5. Warna kuning (Xantofil)
6. Warna keemasan (Karoten)
Berdasarkan zat warna yang dimiliki oleh alga ini, maka alga dapat dikelompokkan menjadi :
1. Alga Hijau (Kelas Chlorophyceae)
2. Alga Coklat (Kelas Bacillariophyceae/kelas Phaephyceae)
3. Alga Keemasan (KelasChrysophyceae)
4. Alga Merah (Kelas Rhodophyceae)
5. Alga Hijau Kebiruan (Kelas Cyanophyceae)
Beberapa jenis phytoplankton yang sudah dapat dibudidayakan dan dikonsumsi oleh ikan/udang/ikan hias antara lain adalah :
1. Kelas Chlorophyceae, mempunyai ciri-ciri :
• Bersel tunggal tidak bergerak, misalnya Chlorococcum, Chlorella.
• Bersel tunggal dapat bergerak, misalnya Chlamydomonas, Euglena, Tetraselmis.
• Bentuk koloni dapat bergerak, misalnya Volvox, Scenedesmus.
• Bentuk koloni yang tidak bergerak, misalnya Hydrodictyon reticulatum
• Bentuk benang, misalnya Spyrogyra, Oedogonium
• Bentuk lembaran, misalnya, Ulva, Chara
Selain itu ciri-ciri umum yang dimiliki dari alga hijau ini adalah:
• Berwarna hijau rumput karena mengandung khlorofil
• Mempunyai empat bulu cambuk.
• Reproduksi sel terjadi secara vegetatif aseksual dan seksual
2. Kelas Bacillariophyceae mempunyai ciri-ciri :
• Berwarna coklat karena mengandung silikat
• Berbentuk seperti cawan petri
• Reproduksi secara pembelahan sel Bersel tunggal, misalnya Chaetoceros calcitran dan Skeletonema costatum
3. Kelas Cyanophyceae, mempunyai ciri-ciri :
• Berwarna hijau kebiruankarena mengandung klorofil dan pigmen kebiru-biruan yaitu phycocyanin
• Berbentuk benang yang melingkar seperti spiral, misalnya Spirulina.
Beberapa aspek biologi dari phytoplankton yang sudah dapat dibudidayakan secara massal antaralain adalah :
1. Aspek biologi Chlorella sp. :

• Alga sel tunggal
• Bentuknya bulat atau bulat telur
• Mempunyai khloroplas seperti cawan, dindingnya keras, padat dan garis tengahnya 5 mikron.
• Perkembangbiakan terjadi secara aseksual, yaitu dengan pembelahan sel atau pemisahan autospora dari sel induknya.
• Habitatnya adalah tempattempat yang basah dan medianya mengandung cukup unsur hara seperti N, P, K dan unsur mikro lainnya (karbon, nitrogen, fosfor, sulfur dan lain-lain)

2. Aspek biologi Tetraselmis sp.
• Alga sel tunggal yang bergerak aktif
• Mempunyai empat buah flagella dan berukuran 7 – 12 mikron
• Mempunyai kloroplas
• Perkembangbiakan secara aseksual yaitu pembelahan sel dan seksual yaitu dengan bersatunya khloroplas dari gamet jantan dan betina
• Hidup di perairan pantai atau laut dengan kisaran salinitas 27 – 37 permil. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada gambar 7.2.

Gambar 7.2. Tetraselmis sp
3. Aspek biologi Scenedesmus sp.
• Jenis alga yang berkoloni
• Mempunyai kloroplas pada selnya
• Perkembangbiakkannya dengan pembentukan koloni, dari setiap sel induk dapat membentuk sebuah koloni awal yang membebaskan diri melalui suatu pecahan pada dinding sel induk. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.3.


4. Aspek biologi Skeletonema costatum
• Bersel tunggal, berukuran 4– 6 mikron
• Mempunyai bentuk seperti kotak dengan sitoplasma yang memenuhi sel dan tidak memiliki alat gerak
• Perkembangbiakan melalui pembelahan sel Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.4.

5. Aspek biologi Spirulina sp.
• Alga hijau biru yang berbentuk spiral dan memiliki dinding sel tipis yang mengandung murein
• Mempunyai dua macam ukuran yaitu jenis kecil berukuran 1–3 mikron dan jenis besar berukuran 3–12 mikron
• Perkembangbiakan terjadi secara aseksual atau pembelahan sel yaitu denganmemutus filamen menjadi satuan-satuan sel yang membentuk filamen baru. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.5.

Jenis pakan alami yang kedua adalah zooplankton yaitu organisma air yang melayang-layang mengikuti pergerakan air dan berupa jasad hewani. Jenis zooplankton yang biasa digunakan sebagai makanan larva atau benih ikan/udang/ikan hias dan sudah dapat dibudidayakan secara massal adalah :
1. Rotifera, yaitu Brachionus sp.
Ciri-cirinya antara lain adalah :
• Berwarna putih
• Tubuhnya berbentuk seperti piala dan mempunyai panjang 60 – 80 mikron
• Terlihat koronanya dan terdapat bulu getar yang bergerak aktif
• Perkembangbiakannya dilakukan dengan dua cara yaitu secara parthenogenesis dan seksual Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.6.

2. Brachiopoda, yaitu Artemia salina
Ciri-cirinya antara lain adalah :
• Telurnya berwarna coklat dengan diameter 200 – 300 mikron, sedangkan pada saat dewasa berwarna kuning cerah
• Perkembangbiakan dengan dua cara yaituparthenogenesis dan biseksual
• Nauplius tubuhnya terdiri dari tiga pasang anggota badan yaitu antenula, antenna I yang berfungsi sebagai alat sensor dan antenna II yangberfungsi sebagai alat gerak atau penyaring makanan dan rahang bawah belum sempurna.
• Artemia dewasa berukuran 1- 2 cm dengan sepasang mata majemuk dan 11 pasang thoracopoda Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.7

3. Cladocera, yaitu Moina sp. Dan Daphnia sp.
Ciri-cirinya antara lain adalah :
• Berwarna merah karena mengandung haemoglobin
• Bergerak aktif
• Bentuk tubuh membulat untuk moina dan lonjong untuk daphnia
• Perkembangbiakannya secara sexual dan parthenogenesis
Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.8 dan 7.9.3. Cladocera, yaitu Moina sp. Dan Daphnia sp.
Ciri-cirinya antara lain adalah :
• Berwarna merah karena mengandung haemoglobin
• Bergerak aktif
• Bentuk tubuh membulat untuk moina dan lonjong untuk daphnia
• Perkembangbiakannya secara sexual dan parthenogenesis
Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.8 dan 7.9.

4. Infusaria, yaitu Pharamecium sp.
Ciri-cirinya antara lain adalah :
• Bersel tunggal
• Berwarna putih
Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.10.


Jenis pakan alami yang ketiga yang dapat diberikan kepada ikan hias, larva dan benih ikan/udang/ikan hias adalah benthos. Benthos adalah organisma air yang hidupnya di dasar perairan. Benthos yang biasa dimanfaatkan dan dapat dibudidayakan sebagai makanan ikan antara lain adalah cacing rambut atau tubifex dan larva Chironomus sp.
Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.11.


Gambar 7.11. Cacing rambut
(Tubifex sp)
Ciri-ciri benthos secara umum antara lain adalah :
• Berwarna merah darah karena banyak mengandung haemoglobin.
• Berbentuk seperti benang yang bersegmen-segmen.
Berdasarkan media tumbuhnya pakan alami dapat dibedakan menjadi dua kelompok yaitu pakan alami air tawar dan pakan alami air laut. Jenis pakan alami air tawar yang sudah banyak dibudidayakan antara lain adalah Moina, Daphnia, Brachionus, Tubifex , sedangkan jenis pakan alami air laut yang sudah dibudidayakan adalah jenis-jenis phytoplankton, Brachionus, Artemia salina.
Dalam membudidayakan pakan alami yang akan diberikan kepada ikan hias dan ikan konsumsi dipilih jenis pakan alami yang relatif mudah dan mempunyai siklus hidup yang singkat. Hal ini bermanfaat untuk menyediakan pakan alami tersebut secara kontinu.
Pada bab ini akan diuraikan secara detail tentang budidaya pakan alami dari kelompok phytoplankton, zooplankton dan benthos.
7.2. BUDIDAYA PHYTOPLANKTON
Agar dapat membudidayakan phytoplankton harus dilakukan beberapa kegiatan yaitu :
1. Persiapan wadah dan peralatan budidaya
2. Penyiapan media budidaya
3. Pemilihan bibit dan menginokulasi bibit
4. Pemeliharaan pakan alami
5. Pemanenan
7.2.1. Wadah dan peralatan budidaya phytoplankton
Apakah wadah itu? Wadah adalah tempat yang digunakan untuk memelihara organisme air , dalam hal ini adalah tempat yang digunakan untuk membudidayakan phytoplakton. Ada beberapa jenis wadah yang dapat digunakan untuk membudidayakan pytoplankton. Pemilihan jenis wadah ini sangat bergantung kepada jenis phytoplankton dan sistem kulturnya.
Jenis-jenis wadah yang dapat digunakan untuk budidaya phytoplankton sangat bergantung pada skala produksi. Tahap awal dalam membudidayakan phytoplankton adalah melakukan isolasi dan kultur murni, wadah yang digunakan adalah erlemeyer/toples.

Sedangkan peralatannya adalah. jarum ose, pipet kaca, tabung reaksi, mikroskop.



Pada tahap selanjutnya adalah tahap semi massal dan massal, wadah yang digunakan antara lain adalah bak semen, tanki plastik, bak beton dan bak fiber. Sedangkan peralatan yang dibutuhkan untuk melakukan budidaya phytoplankton secara semi massal dan massal antara lain adalah aerator/blower selang aerasi, batu aerasi, selang air, timbangan, saringan halus/seser, ember, gayung, gelas ukur kaca.



Untuk membedakan antara kultur semi massal dan massal hanya dari volume media yang dapat disimpan
didalam wadah tersebut. Oleh karena itu ukuran dari wadah yang akan digunakan sangat menentukan kapasitas produksi dari pakan alami .
Peralatan yang digunakan untuk budidaya phytoplankton mempunyai fungsi yang berbeda-beda, misalnya aerator digunakan untuk mensuplai oksigen pada saat membudidayakan pakan alami skala kecil dan menengah, tetapi apabila sudah dilakukan budidaya secara
massal/skala besar maka peralatan yang digunakan untuk mensuplai oksigen kedalam wadah budidaya menggunakan blower. Peralatan selang aerasi berfungsi untuk menyalurkan oksigen dari tabung oksigen kedalam wadah budidaya, sedangkan batu aerasi digunakan untuk menyebarkan oksigen yang terdapat dalam selang aerasi keseluruh permukaan air yang terdapat didalam wadah budidaya.
Selang air digunakan untuk memasukkan air bersih dari tempat penampungan air kedalam wadah budidaya. Peralatan ini digunakan juga untuk mengeluarkan kotoran dan air pada saat dilakukan pemeliharaan. Dengan menggunakan selang air akan memudahkan dalam melakukan penyiapan wadah sebelum digunakan untuk budidaya. Peralatan lainnya yang diperlukan dalam membudidayakan phytoplankton adalah timbangan, timbangan yang digunakan boleh berbagai macam bentuk dan skala digitalnya, karena fungsi utama alat ini untuk menimbang bahan yang akan digunakan dalam membudidayakan phytoplankton. Phytoplankton yang dipelihara didalam wadah pemeliharaan akan tumbuh dan berkembang oleh karena itu harus dipantau kepadatan populasinya didalam wadah. Alat yang digunakan adalah gelas ukur kaca yang berfungsi untuk melihat kepadatan populasi phytoplankton yang dibudidayakan didalam wadah pemeliharaan, mikroskop lengkap dengan haemocytometer untuk menghitung kepadatan phytoplankton didalam wadah budidaya. Selain itu diperlukan juga plakton net atau saringan halus pada saat akan melakukan pemanenan phytoplankton.
Setelah berbagai macam peralatan dan wadah yang digunakan dalam membudidayakan pakan alami phytoplankton diidentifikasi dan dijelaskan fungsi dan cara kerjanya , langkah selanjutnya adalah melakukan persiapan terhadap wadah tersebut. Langkah pertama adalah peralatan dan wadah yang akan digunakan ditentukan sesuai dengan skala produksi dan kebutuhan. Peralatan dan wadah disiapkan untuk digunakan dalam budidaya phytoplankton. Wadah yang akan digunakan dibersihkan dengan menggunakan sikat dan diberikan desinfektan untukmenghindari terjadinya kontaminasidengan mikroorganisme yang lain. Untuk wadah dan peralatan budidaya skala laboratorium harus dilakukan pensucihamaan dilakukan sterilisasi dengan alat autoclave atau denganlarutan chlorin. Wadah yang telah dibersihkan selanjutnya dapat diari dengan air bersih.
Wadah budidaya yang telah diairi dapat digunakan untuk memelihara phytoplankton. Air yang dimasukkan kedalam wadah budidaya harus bebas dari kontaminan seperti pestisida, deterjen dan chlor. Air yang digunakan sebaiknya diberi oksigen dengan menggunakan
aerator dan batu aerasi yang disambungkan dengan selang aerasi. Aerasi ini dapat digunakan pula untuk menetralkan chlor atau menghilangkan karbondioksida didalam air.
7.2.2. Penyiapan media budidaya phytoplankton
Bagaimanakah anda melakukan penyiapan media kultur yang akan digunakan untuk membudidayakan phytoplankton secara terkontrol ? Apakah media kultur itu? Untuk menjawab pertanyaan tersebut mari kita diskusikan dan pelajari bab pada buku ini atau mencari referensi lain dari internet , majalah dan sebagainya.
Media adalah bahan atau zat sebagai tempat hidup pakan alami. Kultur adalah kata lain dari budidaya yang merupakan suatu kegiatan pemeliharaan organisme. Jadi media kultur adalah bahan yang digunakan oleh suatu organismesebagai tempat hidupnya selamaproses pemeliharaan. Dalam hal ini phytoplankton pada umumnya merupakan organisme air yang hidupnya melayang-layang mengikutipergerakan air dalam bentuk jasad nabati dan mempunyai ukuran yang relatif sangat kecil dan disebut sebagai mikroorganisme. Oleh karena itu untuk dapat membudidayakan phytoplankton kita harus menyiapkan media yang tepat untuk phytoplankton tersebut agar dapat tumbuh dan berkembang.
Media seperti apakah yang dapat digunakan untuk tumbuh dan berkembang pakan alami dari kelompok phytoplankton ini. Media
tempat tumbuhnya pakan alami sangat berbeda untuk setiap jenis pakan alami. Pada subbab sebelumnya sudah dijelaskan berbagai jenis pakan alami yang dapat dibudidayakan. Setiap jenis pakan alami tersebut mempunyai media tumbuh yang berbeda. Didalam buku ini akan dibicarakan tentang media tumbuh dari phytoplankton.
Jenis phytoplankton yang banyak dibudidayakan pada usaha budidayaperikanan laut adalah Chlorella, Tetraselmis dan Skeletonema costatum. Dari ketiga jenis phytoplankton tersebut secara proses pembuatan medianya hampir sama yang membedakannya adalah jenis pupuk dan volume media yang digunakan. Media tempat tumbuhnya phytoplankton ini dapat dikelompokkan dalam tiga tahap kegiatan yaitu isolasi dan teknik kultur murni di laboratorium, teknik kultur skala semi massal dan teknik kultur skala massal.
Media Kultur murni
Teknik kultur phytoplankton dalam skala laboratorium dilakukan dalam ruangan tertutup dan ber-AC. Hal ini diperlukan agar suhu selaluterkendali dan mencegah kontak dengan lingkungan luar yang dapat menyebabkan kontaminasi sehingga mengurangi kemurnian phytoplankton yang dikultur. Sumber cahaya yang digunakan agar proses fotosintesis terjadi adalah lampu neon TL dengan kekuatan cahaya 2000 – 8000 lux, sedangkan sumber aerasi menggunakan HI-Blower tersendiri yang dilengkapi dengan saringan untuk memperkecil kontaminasi.
Metode kultur murni phytoplankton di laboratorium untuk memperoleh satu jenis phytoplankton (monospesies)
dapat dilakukan dengan beberapa cara yaitu :
1. Metode media agar
2. Metode subkultur
3. Metode pengenceran berseri
4. Metode pipet kapiler
Metode media agar
Metode media agar adalah suatu metode pemurnian individu dari suatu sampel perairan dengan cara membuat kultur murni dengan menggunakan media agar . Media yang digunakan pada saat inokulasi adalah media agar yang dilengkapi dengan larutan nutrien pengkaya , larutan trace element dan vitamin. Media nutrient tersebut mengandung bahan-bahan kimia yang digunakan untuk sintesis protoplasma pada proses kulturnya. Setelah media kultur skala laboratorium disiapkan langkah selanjutnya adalah melakukan penebaran bibit pakan alami. Sumber nutrient yangdigunakan untuk tumbuhnyaphytoplankton dalam kultur murni digunakan bahan kimia Pro Analis (PA) dengan dosis pemakaian 1 ml/liter kultur. Pupuk yang umumdigunakan adalah pupuk Conwy dan pupuk Guillard . Pupuk Conwy digunakan untuk phytoplankton hijausedangkan pupuk Guillard untuk phytoplankton coklat. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada tabel 7.1 dan 7.2. Jenis pupuk yang akan digunakan untuk melakukan kultur murni beberapa jenis phytoplankton sangat bermacam-macam biasanya jenis medium yang digunakan disesuaikan dengan jenis phytoplankton yang akan di kultur secara murni. Pada tabel 7.1 dan 7.2 merupakan komposisi nutrien yang biasa digunakan untuk membuat medium pada jenis phytoplankton dari air laut. Untuk jenis phytoplankton dari perairan tawar dapat dilakukan dengan komposisi nutrien yang berbeda. Berdasarkan hasil penelitian ada beberapa komposisi nutrien untuk membuat medium pada phytoplankton air tawar antara lain adalah media Benneck, media Demer dan media Bristole. Untuk lebih jelasnya


Pada metode agar ini peralatan yang digunakan adalah mikroskop, peralatan gelas (erlemeyer, beker glass, toples, petri dish, pipet, tabung reaksi), alat penghitung plankton (Haemocytometer, hand counter), alat ukur kualitas air (termometer, refraktometer, pH meter dll), timbangan, oven/autoclave, lemari es, air conditioner, blower, lampu neon. Sedangkan bahan-bahan yang digunakan selain bahan-bahan yang digunakan untuk membuat pupuk ditambah lagi agar difco, formalin,aquades, alkohol, air laut steril.
Kegiatan yang dilakukan dalammelakukan kultur murni untuk semuametode adalah hampir sama , dalam metode media agar kegiatan yang harus dilakaukan antara lain adalah :
1. Sterilisasi peralatan dan bahan
2. Pembuatan media agar
3. Kultur di media agar
4. Kultur di media cair
5. Pembuatan pupuk
6. Penghitungan phytoplankton
7. penyimpanan
Sterilisasi peralatan dan bahan yang akan digunakan dapat dilakukan dengan cara :
1. Air laut yang akan digunakan dilakukan sterilisasi dengan berbagai cara diantarany adalah perebusan selama 10 menit, dengan memberikan sinar ultraviolet atau ozonisasi, penyaringan dengan menggunakan plankton net ukuran 15 mikron atau pemberian larutan chlorine 60 ppm, kemudian diaduk rata selama beberapa menit dan dinetralkan dengan Natrium Thiosulfat 20 ppm.
2. Sedangkan peralatan yang akan digunakan juga dapat dilakukabn dengan beberapa cara diantaranya adala perebusan, perendaman dalam larutan kaporit/chlorine 150 ppm, pemberian alkohol, diautoclave dengan temperature 100oC dengan tekanan 1 atm selama 20 menit atau di oven.
Setelah peralatan dan bahan yang akan digunakan disterilisasi langkah selanjutnya adalah membuat media agarnya dengan cara :
1. Bahan yang akan digunakan untuk membuat media agar adalah 1,5 gram Bacto agar dalam 100 ml air laut di tambah dengan pupuk Conwy untuk green algae dan pupuk silikat untuk Diatomae.
2. Panaskan agar dan media tersebut dengan menggunakan hotplate atau microwave sampai cairannnya mendidih dan masukkan kedalam autoclave pada suhu 120oC dengan tekanan 1 atm selama 20 menit .
3. Biarkan agak dingin sebentar kemudian tambahkan vitamin setelah itu larutan agar dan pupuk tersebut dituangkan kedalam petridish atau tabung reaksi dan dibiarkan sampai dingin dan membeku kemudian simpan di dalam lemari es.
Langkah selanjutnya adalah melakukan kultur murni/isolasi plankton pada media agar yang telah disiapkan sebelumnya. Adapun langkah yang harus dilakukan adalah:
1. Ambil contoh air plankton dengan jarum ose yang telah dipanaskan/disterilisasi dan oleskan kepermukaan media agar, pengolesan jarum ose pada media agar ini dilakukan dengan cara zigzag, kemudian tutup dan simpan media agar yang telah digoresi dengan plankton pada suhu kamar dibawah sinar cahaya lampu neon secara terus menerus.
2. Biarkan media tersebut dan biasanya inokulum akan tumbuh setelah 4 – 7 hari dilakukan penggoresan dengan terlihatnya koloni plankton yang tumbuh pada media agar tersebut. Amati dibawah mikroskop koloni tersebut dan ambil koloni yang diinginkan dan dikultur pada media agar miring dalam tabung reaksi yang akan digunakan sebagai bibit.
3. Koloni murni ini selanjutnya diinkubasi pada ruangan ber AC.
Kultur selanjutnya setelah diperoleh koloni murni pada tabung rekasi langkah selanjutnya adalah melakukan kultur koloni plankton yang diperoleh tersebut pada media cair. Kultur murni dimedia cair ini dapat dilakukan dengan berbagai macam media yang sudah biasa dilakukan. Adapun prosedur yang harus dilakukan adalah :
1. Siapkan erlemeyer yang telah disterilisasi
2. Masukkan air laut dan pupuk sesuai dengan media yang diinginkan pada setiap jenis phytoplankton
3. Lakukan inokulasi bibitphytoplankton dari hasil kultur murni
4. Amati pertumbuhan phytoplankton tersebut dengan menghitung kepadatan populasi phytoplankton.
Media yang akan digunakan sebagi pupuk pada media agar ini banyak sekali macamnya antara lain adalah media Zarrouk, media Berneck, media detmer, media allan miquel, media mollish dan media TMRL.
Volume media kultur murni biasanya adalah bertahap mulai dari isolasi dalam tabung rekasi volume 10 – 15 ml, kemudian dipindahkan pada botol erlemeyer dengan volume yang bertahap dari100 ml , 250 ml, 500 mldan botol kultur 1 liter yang kemudian dikembangkan dari ukuran 2 liter sampai 30 liter.
Metode subkultur
Metode subkultur adalah suatu metode mengisolasi mikroalga dimana metode ini dapat digunakan jika mikroalga yang kita inginkan bukan mikroalga yang dominan. Peralatan yang digunakan dalam mengisolasi phytoplankton dengan metode ini adalah mikroskop, pipet, autoclave, oven, Haemocytometer, gelas ukur, gelas piala dan tabung rekasi. Bahan-bahan yang digunakan adalah medium Bristole, air tanah, akuades, vitamin B12, vitamin B6, vitamin B1 dan sampel air kolam.
Adapun prosedur yang digunakan dalam metode subkultur ada dua tahapan yaitu pertama melakukan sterilisasi peralatan dan bahan yang akan digunakan , kedua adalahmelakukan isolasi. Sterilisasi dilakukan pada semua alat dan bahan yang akan digunakan dalam kultur mikroalga/ phytoplankton. Untuk peralatan gelas seperti pipet, gelas ukur, gelas piala dan tabung reaksi dapat dilakukan dengan cara sebagai berikut :
1. Mencuci semua peralatan tersebut dengan menggunakan sabun yang tidak mengandung deterjen kemudian dibilas sampai bersih.
2. Bilaskan peralatan pada point satu dengan menggunakan HCl 0,1 N dan kemudian dibilas kembali dengan akuades.
3. Biarkan peralatan tersebut kering udara
4. Setelah peralatan kering udara masukkan peralatan tersebut ke dalam autoclave dengan suhu 120oC dengan tekanan 1 atm selama 20 menit atau menggunakan oven dengan suhu 150oC selama 1 jam.
5. Sedangkan untuk bahan yang akan digunakan sebagi media kecuali vitamin, sterilisasi dilakukan dengan cara memakai autoclave pada suhu 120oC dengan tekanan 1 atm selama 15 menit. Karena pemanasan dapat merusak vitamin maka larutan ini disterilisasikan dengan menggunakan metode penyaringan.
Isolasi mikroalga dengan menggunakan metode subkultur dapat dilakukan dengan mengikuti prosedur sebagai berikut :
1. Siapkan air tanah dengan melarutkan 1 sendok teh tanah kering dalam 200 ml air, kemudian tempatkan dalam wadah yang tertutup. Kukus media selama dua jam pada dua hari berturut-turut, kemudian dinginkan dalam suhu ruang atau di lemari es selama 24 jam sebelum digunakan.
2. Buat medium air tanah dengan cara mencampurkan 960 ml medium Bristol dengan 40 ml air tanah.
3. Ambil masing-masing 1 ml sampel air kolam kemudian encerkan 10 kali
4. Ambil masing-masing 1 ml sampel air kolam yang sudah diencerkan tadi lalu masukkan masing-masing kedalam tabung reaksi yang sudah berisi 9 ml media Bristol dan media air tanah.
5. Letakkan tabung reaksi dalam rak kemudian di tempatkan dibawah lampu dan amati pertumbuhan dan jenis mikroalga yang tumbuh pada masingmasing media.
Metode Pengenceran Berseri
Metode pengenceran berseri merupakan salah satu metode yang digunakan untuk mengisolasi mikroalga atau phytoplankton jika jenis mikroalga atau phytoplankton yang kita inginkan adalah jenis yang dominan. Adapun peralatan yang digunakan adalah sama dengan metode subkultur, sedangkan bahan yang digunakan adalah medium Bristol, akuades, sampel air kolam,vitamin B12, vitamin B6 dan vitamin B1. Peralatan dan bahan yang akan digunakan dalam metode pengenceran berseri dilakukan isolasi. Isolasi peralatan dan bahan
yang akan digunakan sama dengan metode subkultur. Sedangkan prosedur isolasi dengan cara pengenceran berseri dengan prosedur sebagai berikut :
1. Ambil sampel air kolam sebanyak 1 ml kemudian diencerkan dengan cara dimasukkan dalam tabung reaksi yang telah berisi 9 ml medium Bristol lalu aduk.
2. Ambil lagi 1 ml sampel dari tabung reaksi pada tahap 1 tersebut, kemudian masukkan kedalam tabung reaksi yang telah berisi medium Bristol sebanyak 9 ml.
3. Lakukan pengenceran seperti tahapan ke dua tersebut sampai lima kali pengenceran.
4. Susun semua tabung reaksi tersebut dalam rak tabung reaksi kemudian letakkan di bawah cahaya lampu.
5. Amati pertumbuhan dan jenis mikroalga yang tumbuh dominan selama 7 hari dibawah mikroskop dan hitung populasi kepadatan mikroalga atau phytoplankton dengan menggunakan Haemocytometer.
Metode Pipet Kapiler
Metode kultur murni dengan menggunakan metode pipet kapiler dapat dilakukan dengan cara sel mikroalga atau phytoplankton yang
akan dikultur dipisahkan dengan menggunakan pipet kapiler steril lalu dipindahkan ke dalam media yangsesuai. Pipet yang akan digunakanuntuk metode ini adalah pipet yang mempunyai diameter berkisar antara 3 – 5 kali besar phytoplankton yang akan diisolasi dan pipetnya dilakukan pembakaran pada bagian ujungnya. Proses isolasi ini dilakukan dibawahmikroskop dengan cara mengambil phytoplankton yang diperoleh dengan menggunakan alat plankton net. Kemudian phytoplanktontersebut dilakukan penyaringan dan diteteskan pada gelas obyek. Dengan menggunakan pipet kapiler ambil tetesan pytoplankton tersebut dan amati dibawah mikroskop. Kemudian pytoplankton tersebut dikultur dalam tabung reaksi volume 10 ml yang telah diperkaya dengan jenis pupuk yang sesuai dengan
phytoplankton yang akan diisolasi dan lakukan pengamatan jenis phytoplankton yang tumbuh dibawah mikroskop setiap hari dan lakukan kegiatan tersebut sampai diperoleh jenis phytoplankton yang diinginkan.
Media kultur semi massal dan massal
Media yang digunakan untuk teknik kultur phytoplankton skala semi massal berbeda dengan teknik kultur murni. Pada teknik kultur ini dilakukan diruang terbuka tetapi beratap transparan agar bisa memanfaatkan sinar matahari. Kegiatan ini umumnya dilakukan
dalam akuarium bervolume 100 liter sampai dengan bak fiber 0,3 m3. Bibit yang digunakan untuk kultur semi massal berasal dari kultur murni. Bibit yang digunakan diambil sebanyak 5 – 10% dari volume total yang akan dikultur. Pupuk yang digunakan adalah pupuk teknis dan sewaktu-waktu dapat menggunakan pupuk laboratorium. Komposisi jenis pupuk yang digunakan pada media kultur dapat dilihat pada Tabel 7.4.

Teknik kultur phytoplankton selanjutnya adalah teknik kultur skala massal, dengan menggunakan bibit dari hasil kultur skala semi massal. Volume media kultur semi massal 100 liter sampai 0,3 meterkubik.
Teknik kultur yang terakhir adalah teknik kultur skala massal dimana pada teknik ini bibit yang digunakan berasal dari teknik skala semi massal. Kegiatan ini dilakukan pada bak-bakkultur berukuran besar dan dilakukan diluar ruangan dengan volume berkisar antara 40 – 100 meterkubik. Media kultur yang dibuat pada tahap ini menggunakan pupuk teknis seperti urea, ZA, TSP. Komposisi pupuk untuk teknik kultur secara massal dapat dilihat pada Tabel 7.5.

Langkah kerja dalam menyiapkan media tempat tumbuhnya pakan alami phytoplankton semi massal dan massal adalah :.
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan dan sebutkanfungsi dan cara kerja peralatan tersebut!
2. Tentukan wadah yang akan digunakan untuk membudidayakan pakan alami !
3. Bersihkan wadah dengan menggunakan sikat dan disiram dengan air bersih, kemudian lakukan pensucihamaan wadah dengan menggunakan desinfektan sesuai dengan dosisnya.
4. Bilaslah wadah yang telah dibersihkan dengan menggunakan air bersih.
5. Pasanglah peralatan aerasi dengan merangkaikan antara aerator, selang aerasi dan batu aerasi, masukkan kedalam wadah budidaya. Ceklah keberfungsian peralatan tersebut dengan memasukkan kedalam arus listrik.
6. Masukkan air bersih yang tidak terkontaminasi kedalam wadahbudidaya dengan menggunakan selang plastik dengan kedalaman air yang telah ditentukan.
7. Tentukan media tumbuh yang akan digunakan dan hitungjumlah pupuk yang dibutuhkan sesuai dengan dosis yang telah ditetapkan.
8. Timbanglah pupuk sesuai dengan dosis yang telah ditentukan.
9. Buatlah larutan terhadap berbagai macam pupuk pada wadah yang sesuai, jika sudah terbentuk larutan masukkan kedalam wadah yang digunakan untuk budidaya pakan alami
10. Media tempat tumbuhnya pakan alami siap untuk ditebari dengan bibit sesuai dengan kebutuhan produksi
7.2.3 Penebaran bibit/ Inokulasi
Setelah media tempat tumbuhnya pakan alami disiapkan langkah selanjutnya adalah melakukan penebaran bibit pakan alami.
Peristilahan penebaran bibit pakan alami biasanya menggunakan kata melakukan inokulasi bibit pakan alami kedalam media tempat
tumbuhnya pakan alami. Apakah inokulasi itu? Bagaimana anda melakukan inokulasi/menebar bibit pakan alami pada media kultur ? Dalam buku ini akan diuraikan secara singkat tentang seleksi/pemilihan bibit pakan alami yang akan diinokulasi dan cara melakukan inokulasi pada media kultur pakan alami.
Kata inokulasi diambil dari bahasa Inggris yaitu inoculate yang mempunyai arti menyuntik atau memberi vaksinasi. Dalam peristilahan dunia perikanan diterjemahkan menjadi memasukkan bibit pakan alami kedalam media kultur dengan cara disuntikkan atau ditebar secara langsung. Digunakan peristilahan ini karena yang ditebarkan kedalam media kultur adalah mikroorganisme yang memiliki ukuran kecil antara 45 – 300 μm.
Ada beberapa langkah yang harus dilakukan sebelum melakukan inokulasi bibit pakan alami kedalam media kultur yaitu pertama melakukan identifikasi jenis bibit pakan alami, kedua melakukan seleksi terhadap bibit pakan alami, ketiga melakukan inokulasi bibit pakan alami sesuai dengan prosedur. Identifikasi pakan alami perlu dilakukan agar tidak terjadi kesalahan dalam melakukan inokulasi. Identifikasi jenis-jenis pakan alami air laut telah dipelajari pada bab sebelumnya . Oleh karena itu dalam bahasan selanjutnya diharapkan sudah dikuasai dan dipahami tentang jenis-jenis pakan alami yang akan dibudidayakan. Ada beberapa jenis phytoplakton yang merupakan pakan alami bagi ikan hias maupun ikan konsumsi.
Langkah selanjutnya setelah dapat mengidentifikasi jenis-jenis pakan alami yang akan ditebar kedalam media kultur adalah melakukan pemilihan terhadap bibit pakan alami. Pemilihan bibit pakan alami yang akan ditebar kedalam media kultur harus dilakukan dengan tepat. Bibit yang akan ditebar kedalam media kultur harus yang sudah dewasa. Perkembangbiakan pakan alami di dalam media kultur dapat dilakukan dengan dua cara yaitu secara sexual dan asexual. Perkembangbiakan secara asexual (tidak kawin) yang disebut dengan Parthenogenesis terjadi dalam keadaan normal.
Pakan alami mempunyai umur hidup yang relatif singkat, untuk kelompok phytoplankton hanya dibutuhkan waktu beberapa hari saja sudah mencapai puncak populasi dan akan mati. Setelah dilakukan seleksi bibit pakan alami dari kelompok phytoplankton dilakukan penebaran bibit pakan alami sesuai dengan jenis dan volume media kultur yang telah ditentukan. Kultur pakan alami phytoplankton biasanya untuk kebutuhan produksi menggunakan teknik kultur massal dan bibit yang ditebarkan pada teknik kultur massalini berasal dari teknik kultur semi massal, sedangkan bibit yang digunakan pada teknik kultur semi massal berasal dari kultur murni. Bibit yang dibudidayakan dari kultur murni berasal dari hasil inokulasi dari alam yaitu perairan laut atau perairan tawar. Padat penebaran bibit phytoplankton ini sangat bergantung kepada volume media, waktu pemanenan dan kebutuhan produksi.
Cara yang dilakukan dalam melakukan inokulasi adalah dengan menebarkannya secara hati-hati kedalam media kultur sesuai dengan
padat tebar yang telah ditentukan. Penebaran bibit pakan alami ini sebaiknya dilakukan pada saat suhu perairan tidak terlalu tinggi yaitu pada pagi dan sore hari.
Langkah kerja dalam menebar bibit phytoplankton
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan inokulasi/penebaran bibit pakan alami !
2. Siapkan mikroskop dan peralatannya untuk mengidentifikasi jenis pakan alami yang akan dibudidayakan!
3. Ambillah sampel pakan alami dengan menggunakan pipet dan letakkan diatas objec glass.
4. Letakkan objec glass dibawah mikroskop dan amati morfologi pakan alami serta cocokkan dengan gambar sebelumnya.
5. Lakukan pengamatan terhadap individu pakan alami beberapa kali ulangan agar dapat membedakan tahapan stadia pada pakan alami yang sedang diamati dibawah mikroskop !
6. Lakukanlah pemilihan bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur dan letakkan dalam wadah yang terpisah!
7. Tentukan padat penebaran yang akan digunakan dalam budidayapakan alami tersebut sebelum dilakukan penebaran.
8. Hitunglah jumlah bibit yang akan ditebar tersebut sesuai dengan point 7.
9. Lakukan penebaran bibit pakan alami pada pagi atau sore hari dengan cara menebarkannya secara perlahan-lahan kedalam media kultur.
7.2.4. Pemeliharaan dan pemanenan Phytoplankton
Pada subbab ini akan dibahas beberapa contoh dalam melakukan pemeliharaan dan pemanenan Phytoplankton antara lain adalah
Cholrela, Tetraselmis dan Skeletonema costatum. Chlorella Penyiapan Bibit
1. Alat-alat yang akan digunakan dicuci dengan deterjen, kemudian dibilas dengan larutan klorin 150 ppm
2. Dalam wadah 1 galon:
• Menggunakan stoples atau botol “carboys”, slang aerasi, dan batu aerasi
• Botol diisi medium ± 3 liter, untuk Chlorella air laut menggunakan medium dengan kadar garam 15 permil, dan untuk Chlorella air tawar dapat menggunakan air tawar yang disaring dengan kain saringan 15 mikron
• Air disterilkan dengan caramendidihkan, klorinasi, atau penyinaran dengan lampu ultraviolet
• Pemupukan dengan menggunakan ramuan Allen-Miguel, yang terdiri dari 2 larutan, yaitu: (1) Larutan A, terdiri dari 20 gram KNO3 dalam 100 ml air suling; (2) Larutan B, terdiri dari: 4 gram Na2HPO4.12H2O; 2 gram CaCl2.6H2O; 2 gram FeCl3; dan 2 ml HCl; semuanya dilarutkan dalam 80 ml air suling
• Setiap 1 liter medium, menggunakan 2 ml larutan A dan 1 ml larutan B
3. Dalam wadah 60 liter atau 1 ton
• Wadah dicuci dan dibebashamakan. Air untuk medium harus disaring. Medium dipupuk dengan jenis dan takaran: 100 mg/liter pupuk TSP, Urea sebanyak 10-15 mg/liter dan pupuk KCl sebanyak 10-15 mg/l
• Untuk pertumbuhan dalam wadah besar (1ton) cukup menggunakan urea dengan takaran 50 gram/m3 Pemeliharaan
1. Dalam wadah 1 galon : Bibit ditebar dalam medium yang telah diberi pupuk, sampai airnya berwarna agak kehijau-hijauan. Bibit yang masuk disaring dengan saringan 15 mikron
• Wadah disimpan di dalam ruang laboratorium di bawah penyinaran lampu neon, dan air diudarai terus-menerus
• Setelah ± 5 hari, Chlorella sudah tumbuh dengan kepadatan sekitar 10 juta sel/ml. Airnya berwarna hijau segar
• Hasil penumbuhan ini digunakan sebagai bibit pada penumbuhan dalam wadah yang lebih besar.
2. Dalam wadah 60 liter atau 1 ton :
• Untuk wadah 60 liter membutuhkan 1 galon bibit dan untuk wadah 1 ton membutuhkan 5 galon bibit
• Selain dipupuk, dapat dilepaskan ikan mujair besar 4-5 ekor/m2 yang diberi makan pelet secukupnya, bertujuan sebagai penghasil pupuk organik dari kotorannya
• Wadah disimpan dalam ruangan yang kena sinar matahari langsung
• Setelah 5 hari pertumbuhan terjadi dan pada puncaknya dapat mencapai kepadatan 5 juta sel/ml
• Secara berkala medium perlu dipupuk susulan, penambahan air baru, dan pemberian obat pemberantas hama Pemanenan Chlorella dipanen dari perairan masal 60 l/ 1 ton dan dapat langsung diumpankan pada ikan. Tetraselmis Penyiapan Bibit
1. Dalam wadah 1liter
• Dapat menggunakan botol erlenmeyer. Botol, slang plastik, dan batu aerasi dicuci dengan deterjen dan dibilas dengan larutan klorin 150 ml/ton
• Wadah diisi air medium dengan kadar garam 28 permil yang telah disaring dengan saringan 15 mikron. Kemudian disterilkan dengan cara direbus, diklorin 60 ppm dan dinetralkan dengan 20 ppm Na2S2O3, atau disinari lampu ultraviolet
• Medium dipupuk dengan jenis dan takaran sebagai berikut :
- Natrium nitrat – NaNO3 = 84 mg/l
- Natrium dihidrofosfat- NaH2PO4 = 10 mg/l atau Natrium fosfat- Na3PO4 = 27,6 mg/l atau Kalsium fosfat-Ca3(PO4)2 =11,2 mg/l
- Besi klorida – FeCl3 = 2,9 mg/l
- EDTA (Ethylene dinitrotetraacetic acid) = 10 mg/l
- Tiamin-HCl (vitamin B1) = 9,2 mg/l
- Biotin = 1 mikrogram/l
- Vitamin B12 = 1mikrogram/l
- Tembaga sulfat kristal CuSO4.5H2O = 0,0196 mg/l
- Seng sulfat kristal ZnSO4.7H2O = 0,044 mg/l
- Natrium molibdat- NaMoO4.7H2O = 0,02 mg/l
- Mangan klorida kristal- MnCl2.4H2O = 0,0126 mg/l
- Kobalt korida kristal- CoCl2.6H2O = 3,6 mg/l
2. Dalam wadah 1 galon (3 liter):
• Dapat menggunakan botol “carboys” atau stoples
• Persiapan sama dengan dalam wadah 1 liter
• Medium dipupuk dengan jenis dan takaran sebagai berikut :
- Urea – 46 = 100 mg/l
- Kalium hidrofosfat – K2HPO4 = 10 mg/l
- Agrimin = 1 mg/l
- Besi klorida – FeCl3 = 2 mg/l
- EDTA (Ethyelene Dinitro Tetraacetic Acid) = 2 mg/l
- Vitamin B1 = 0,005 mg/l
- Vitamin B12 = 0,005 mg/l
3. Dalam wadah 200 liter dan 1 ton
• Wadah 200 liter dapat menggunakan akuarium, dan untuk 1 ton menggunakan bak dari kayu, bak semen, atau bak fiberglass
• Persiapan lain sama
• Medium dipupuk dengan jenis dan takaran sebagai berikut :
- Urea-46 = 100 mg/liter
- Pupuk 16-20-0 = 5 mg/liter
- Kalium hidrofosfat- K2HPO4 = 5 mg/liter atau Kalium dihidrofosfat- K2H2PO4 = 5 mg/liter
- Agrimin = 1 mg/liter
- Besi klorida-FeCl3 = 2 mg/liter
• Untuk wadah 1 ton dapat hanya menggunakan urea 60
-100 mg/liter dan TSP 20 - 50 mg/liter 353 Pemeliharaan
1. Dalam wadah 1liter :
• Bibit ditebar dalam medium yang telah diberi pupuk sebanyak 100.000 sel/ml. Airnya diudarai terusmenerus dan wadah diletakkan dalam ruang ber- AC, dan di bawah sinar lampu neon
• Setelah 4-5 hari telah berkembang dengan kepadatan 4 - 5 juta sel/ml. Hasilnya digunakan sebagai bibit pada penumbuhan berikutnya
2. Dalam wadah 1 galon (3 liter) :
• Bibit dari penumbuhan dalam wadah 1 liter, ditebar dalam medium yang telah diberi pupuk, untuk setiap galon membutuhkan bibit 100 ml, hingga kepadatan mencapai 100.000 sel/ml
• Wadah ditaruh di dalam ruangan ber-AC, di bawah lampu neon, dan airnya diudarai terus-menerus
• Setelah 4-5 hari telah berkembang dengan kepadatan 4-5 juta sel/ml.Hasilnya digunakan sebagai bibit pada penumbuhan berikutnya
3. Dalam wadah 200 liter dan 1 ton
• Wadah 200 liter membutuhkan 3 galon bibit, sedangkan wadah 1 ton 100 liter
• Dalam waktu 4-5 hari mencapai puncak perkembangan dengan kepadatan 2-4 juta sel/ml
• Hasil penumbuhan di wadah 200 ton digunakan sebagai bibit untuk penumbuhan di wadah 1 ton, sedangkan dariwadah 1 ton dapat digunakan sebagai pakan
Pemanenan
Cara pemanenan langsung diumpankan dan diambil dari budidaya masal 1 ton. Kultur Skeletonema costatum dalam gelas erlemeyer 1 liter
1. Gelas erlemeyer, selang dan batu aerasi dibersihkan dengancara dicuci bersih dengan deterjent kemudian dibilas dengan Chlorin 150 ppm (150 ml chlorine dalam 1000 liter air)
2. Siapkan larutan pupuk A,B,C dan D. Larutan pupuk A adalah campuran antara 20,2 g KNO3 dengan 100 cc aquadest. Larutan pupuk B adalah campuran antara 2,0 g Na2HPO4 dengan 100 cc aqudest. Larutan pupuk C adalah campuran antara 1,0 g Na2SiO3 dengan 100 cc aqudest. Larutan D adalah 1,0 g FeCl3 dengan 20
cc aquadest.
3. Perbandingan antara air laut dengan pupuk adalah 1 liter air laut diberi larutan A, B, dan C masing-masing 1 cc dan 4 tetes larutan D.
4. Masukkan air laut yang telah disterilisasi dan dicampur dengan pupuk kedalam wadah sebanyak 300 – 500 cc dan ukur kadar garamnya, kadar garam (salinitas) yang baik untuk kultur Skeletonema costatum adalah 28 – 35 ppt
5. Tebar bibit Skeletonema costatum dengan padat penebaran (N2) sekitar 70.000 sel per cc. Volume Skeletonema costatum yang dibutuhkan untuk penebaran (V1) dapat dihitung dengan rumus :

dimana :
V1 : Volume Skeletonema costatum yang diperlukan untuk penebaran
V2 : Volume kultur Skeletonemacostatum yang dibuat dalam gelas erlemeyer
N1 : Jumlah Skeletonema costatum per cc yang akan ditebar
N2 : Jumlah Skeletonema costatum per cc yang dikehendaki dalam penebaran ( dalam hal ini misalnya ditentukan yaitu 70.000 sel per cc) Makin tinggi jumlah N2 makin cepat kultur ini mencapai kepadatan maksimal , oleh karena itu dalam menentukan besarnya N2 harus perlu dipertimbangkan pemenfaatannya. Dengan kepadatan awal 70.000 sel diharapkan dalam waktu 3 – 4 hari sudah mencapai puncaknya dan siap dipanen.
6. Aerasi dipasangkan kedalam wadah budidaya yang bertujuan untuk meningkatkan kandungan Oksigen yang diperlukan dalam
proses metabolisme dan mencegah pengendapan plankton.
7. Botol kultur diletakkan dibawah cahaya lampu neon (TL) sebagai sumber energi untuk fotosintesa.
8. Dalam waktu 3 – 4 hari perkembangan diatom mencapai puncaknya yaitu 6 – 7 juta sel per cc dan siap untuk dipanen dan dapat digunakan sebagai bibit pada budidaya skala semi massa
Cara Menghitung Kepadatan Phytoplankton
1. Teteskan alga diatas permukaan gelas preparat dibagian tengah, kemudian tutup dengan gelaspenutup maka air akan menutupi permukaan gelas yang bergaris. Luas permukaan yang bergaris adalah 1 mm persegi dan tinggi atau jarak cairan alga antara permukaan gelas bagian tengahdan gelas penutup juga diketahuiyaitu 0,1 mm , maka volume air diatas permukaan bergaris samadengan 1 mm2 X 0,1 mm = 0,1 mm3 (0,0001 cm3).
• Hitunglah jumlah plankton yang terdapat dalam kotak dan lakukan perhitungan : Jika dihitung dalam 400 kotak: Jumlah sel X 10.000/ml
• Jika dihitung hanya beberapa kotak : rata-rata jumlah sel/kotak X 400 kotak X 10.000/ml
7.3. BUDIDAYA ZOOPLANKTON
7.3.1. Budidaya Daphnia
Wadah dan peralatan Budidaya Daphnia Peralatan dan wadah yang dapat digunakan dalam mengkultur pakan alami daphnia ada beberapa macam. Jenis-jenis wadah yang dapat digunakan antara lain adalah bak semen, tanki plastik, bak beton, bak fiber dan kolam tanah. Sedangkan peralatan yang dibutuhkan untuk melakukan budidaya Daphnia antara lain adalah aerator/blower, selang aerasi, batu aerasi, selang air, timbangan, kantong plastik, tali rafia, saringan halus/seser, ember,gayung, gelas ukur kaca.
Pemilihan wadah yang akan digunakan dalam membudidayakan daphnia sangat bergantung kepada tujuannya. Wadah yang terbuat dari bak semen, bak beton, bak fiber dan tanki plastik biasanya digunakan untuk membudidayakan daphnia secara selektif yaitu membudidayakan pakan alami ditempat terpisah dari ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami. Sedangkan wadah budidaya kolam tanah biasanya dilakukan untuk membudidayakan pakan alami nonselektif yaitu membudidayakan pakan alami secara bersama-sama dengan ikan yang akan mengkomsumsi pakan alami tersebut. Oleh karena itu ukuran dari wadah yang akan digunakan sangat menentukan kapasitas produksi daripakan alami daphnia.
Peralatan yang digunakan untuk budidaya pakan alami daphnia mempunyai fungsi yang berbedabeda, misalnya aerator digunakan
untuk mensuplai oksigen pada saat membudidayakan pakan alami skala kecil dan menengah, tetapi apabila sudah dilakukan budidaya secaramassal/skala besar maka peralatan yang digunakan untuk mensuplai oksigen kedalam wadah budidaya menggunakan blower. Peralatan selang aerasi berfungsi untuk menyalurkan oksigen dari tabung oksigen kedalam wadah budidaya,
sedangkan batu aerasi digunakan untuk menyebarkan oksigen yang terdapat dalam selang aerasi keseluruh permukaan air yang terdapat didalam wadah budidaya.
Selang air digunakan untuk memasukkan air bersih dari tempat penampungan air kedalam wadah budidaya. Peralatan ini digunakan juga untuk mengeluarkan kotoran dan air pada saat dilakukan pemeliharaan. Dengan menggunakan selang air akan memudahkan dalam melakukan penyiapan wadah sebelum digunakan untuk budidaya. Peralatan lainnya yang diperlukan dalam membudidayakan daphnia adalah timbangan, timbangan yang digunakan boleh berbagai macam bentuk dan skala digitalnya, karena fungsi utama alat ini untuk menimbang bahan yang akan digunakan dalam membudidayakan daphnia. Bahan yang telah ditimbang tersebut selanjutnya bisa diletakkan didalam wadah plastik atau kantong plastik dan diikat dengan menggunakan karet plastik. Bahan yang telah terbungkus dengan kantong plastik tersebut selanjutnya dimasukkan kedalam media budidaya daphnia.
Daphnia yang dipelihara didalam wadah pemeliharaan akan tumbuh dan berkembang oleh karena itu harus dipantau kepadatan populasi daphnia didalam wadah. Alat yang digunakan adalah gelas ukur kaca yang berfungsi untuk melihat kepadatan populasi daphnia yang dibudidayakan didalam wadah pemeliharaan. Selain itu diperlukan juga seser atau saringan halus pada saat akan melakukan pemanenan daphnia. Daphnia yang telah dipanen tersebut dimasukkan kedalam ember plastik untuk memudahkan dalam pengangkutan dan digunakan juga gayung plastik untuk mengambil media air budidaya daphnia yang telah diukur kepadatannya.
Setelah berbagai macam peralatan dan wadah yang digunakan dalam membudidayakan pakan alamidaphnia diidentifikasi dan dijelaskan fungsi dan cara kerjanya , langkah selanjutnya adalah melakukan persiapan terhadap wadah tersebut. Langkah pertama adalah peralatan dan wadah yang akan digunakan ditentukan sesuai dengan skala produksi dan kebutuhan. Peralatan dan wadah disiapkan untuk digunakan dalam budidaya daphnia. Wadah yang akan digunakan dibersihkan dengan menggunakan sikat dan diberikan desinfektan untuk menghindari terjadinya kontaminasi dengan mikroorganisme yang lain. Wadah yang telah dibersihkan selanjutnya dapat diari dengan air
bersih.
Wadah budidaya yang telah diairi dapat digunakan untuk memelihara daphnia. Air yang dimasukkan kedalam wadah budidaya harus
bebas dari kontaminan seperti pestisida, deterjen dan chlor. Air yang digunakan sebaiknya diberioksigen dengan menggunakan aerator dan batu aerasi yang disambungkan dengan selang aerasi. Aerasi ini dapat digunakan pula untuk menetralkan chlor atau menghilangkan Carbondioksida didalam air. Kedalaman air didalam wadah budidaya yang optimum adalah 50 cm dan maksimum adalah 90 cm.
Langkah kerja dalam menyiapkan wadah budidaya Daphnia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan dan sebutkan fungsi dan cara kerja peralatan tersebut!
2. Tentukan wadah yang akan digunakan untuk membudidayakan daphnia !
3. Bersihkan wadah dengan menggunakan sikat dan disiradengan air bersih, kemudian lakukan pensucihamaan wadah dengan menggunakan desinfektan sesuai dengan dosisnya.
4. Bilaslah wadah yang telah dibersihkan dengan menggunakan air bersih.
5. Pasanglah peralatan aerasi dengan merangkaikan antaraaerator, selang aerasi dan batu aerasi, masukkan kedalam wadah budidaya. Ceklah keberfungsian peralatan tersebut dengan memasukkan kedalam arus listrik.
6. Masukkan air bersih yang tidak terkontaminasi kedalam wadah budidaya dengan menggunakan selang plastik dengan kedalaman air yang telah ditentukan, misalnya 60 cm.
Media Budidaya Daphnia
Bagaimanakah anda melakukan penyiapan media kultur yang akan digunakan untuk membudidayakan pakan alami Daphnia secara terkontrol ? Apakah media kultur itu? Untuk menjawab pertanyaan tersebut mari kita diskusikan dan pelajari buku ini. Media adalah bahan atau zat sebagai tempat hidup pakan alami. Kultur adalah kata lain dari budidaya yang merupakan suatu kegiatan pemeliharaan organisme. Jadi media kultur adalah bahan yang digunakan oleh suatu organisme sebagai tempat hidupnya selama proses pemeliharaan. Dalam hal ini pakan alami pada umumnya merupakan organisme air, yang hidupnya ada didalam air. Oleh karena itu untuk dapat membudidayakan pakan alami Daphnia kita harus menyiapkan media yang tepat untuk pakan alami tersebut agar dapat tumbuh dan berkembang.
Media seperti apakah yang dapat digunakan untuk tumbuh dan berkembang pakan alami Daphnia. Daphnia merupakan hewan air yang hidup diperairan tawar subtropik dan tropik baik di daerah danau, sungai dan kolam-kolam. Berdasarkan habitat alaminya pakan alami Daphnia ini dapat hidup pada perairan yang mengandung unsur hara. Unsur hara ini dialam diperoleh dari hasil dekomposisi nutrien yang ada didasar perairan. Untuk melakukan budidaya pakan alami diperlukan unsur hara tersebut didalam media budidaya. Unsur hara
yang dimasukkan kedalam media tersebut pada umumnya adalah pupuk.
Pupuk yang terdapat dialam ini dapat dikelompokkan menjadi dua yaitu pupuk organik dan pupuk anorganik. Pupuk organik adalah pupuk yang berasal dari kotoran hewan, sisa tanaman, limbah rumah tangga. Sedangkan pupuk anorganik adalah pupuk yang berasal dari bahan kimia dasar yang dibuat secara pabrikasi atau yang berasal dari hasil tambang, seperti Nitrat, Fosfat (Duperfosfat/DS, Triple Superfosfat/TSP,Superphosphat 36, Fused Magnesium Phospate/FMP), Silikat, natrium, Nitrogen (Urea, Zwavelzure amoniak/ZA,Amonium nitrat, Amonium sulfanitrat) dan lainlain.
Jenis pupuk yang dapat digunakan sebagai sumber unsur hara pada media kultur pakan alami Daphnia adalah pupuk organik dan anorganik. Pemilihan antara kedua jenis pupuk tersebut sangat bergantung kepada ketersediaan pupuk tersebut dilokasi budidaya, dan kedua jenis pupuk tersebut dapat digunakan sebagai sumber unsur hara. Jenis pupuk organik yang biasa digunakan adalah pupuk kandang, pupuk kandang adalah pupuk yang berasal dari campuran antara kotoran hewan dengan sisa makanan dan alas tidur hewan tersebut. Campuran ini telah mengalami pembusukan sehingga sudah tidak berbentuk seperti semula. Pupuk kandang yang akan dipergunakan sebagai pupuk dalam media kultur pakan alami adalah pupuk kandang yang telah kering. Mengapa pupuk kandang yang digunakan harus yang kering ?
Pupuk kandang yang telah kering sudah mengalami proses pembusukan secara sempurna sehingga secara fisik seperti warna, rupa, tekstur, bau dan kadar airnya tidak seperti bahan aslinya. Pupuk kandang ini jenisnya ada beberapa macam antara lain adalah pupuk yang berasal dari kotoran hewan sapi, kerbau, kelinci, ayam dan kuda. Dari berbagai jenis kotoran hewan tersebut yang biasa
digunakan adalah kotoran ayam. Kotoran ayam yang telah kering ini digunakan dengan dosis yang telah ditentukan.
Jenis pupuk anorganik juga bisa digunakan sebagai sumber unsur hara pada media kultur daphnia jika pupuk kandang tidak terdapat
dilokasi tersebut. Jenis pupuk anorganik yang biasa digunakan adalah pupuk yang mengandung unsur Nitrogen, Phosphat dan Kalium. Pupuk anorganik yang banyak mengandung unsur nitrogen dan banyak dijual dipasaran adalah urea, Zwavelzure Ammoniak (ZA), sedangkan unsur phosphat adalahTriple Superphosphat (TSP). Untuk lebih mudahnya saat ini juga sudah dijual pupuk majemuk yang mengandung unsur Nitrogen, Phosphate dan Kalium (NPK).
Pupuk yang dimasukkan kedalam media kultur pakan alami Daphnia ini berfungsi untuk menumbuhkan bakteri, fungi, detritus dan beragam phytoplankton sebagai makanan utama Daphnia. . Dengan tumbuhnya pakan daphnia didalam media kultur maka pakan alami yang akan dipelihara didalam wadah budidaya tersebut akan tumbuh dan berkembang.
Berapakah dosis pupuk yang harus ditebarkan kedalam media kultur pakan alami Daphnia ? Berdasarkan pengalaman beberapa pembudidaya dosis yang digunakan untuk pupuk kandang adalah 1500 gram/m3 , atau 1,5 gram/liter. Tetapi dosis pupuk kandang yang berasal dari kotoran ayam kering berdasarkan hasil penelitian dan memberikan pertumbuhan populasi Daphnia yang optimal adalah 450g/1000 liter media kultur atau 0,45 gram/liter. Dosis yang digunakan untuk pupuk anorganik harus dihitung berdasarkan kebutuhan unsur harayang dibutuhkan. Beberapa pembudidaya ada yang menggunakan pupuk nitrat dan phosphat sebagai unsur hara yang dimasukkan kedalam media kultur pakan alami. Dosis yang digunakan dihitung berdasarkan kandungan unsur hara yang terdapat dalam pupuk an organik, misalnya pupuk yang akan digunakan adalah urea dan ZA. Kadar unsur N dalam urea adalah 46%, artinya dalam setiap
100 kg urea mengandung unsur N sebanyak 46 kg. Untuk ZA kadar N nya 21% , artinya kadar N dalam pupuk ZA adalah 21 kg. Sedangkan pupuk kandang yang baik mengandung unsur N sebanyak 1,5–2%. Oleh karena dalam menghitung jumlah pupuk anorganik yang dibutuhkan dalam media kultur pakan alami dilakukan perhitungan matematis. Misalnya kebutuhan urea adalah V1N1 = V2N2, 2X1,5=VX46, maka kebutuhan urea adalah 3 : 46 = 0,065 kg.
Pupuk yang telah ditentukan akan digunakan sebagai sumber unsur hara dalam media kultur pakan alami selanjutnya dihitung dan ditimbang sesuai dengan dosis yang dibutuhkan. Penimbangan dilakukan setelah wadah budidaya disiapkan. Kemudian pupuk tersebut dimasukkan kedalam kantong plastik atau karung plastik diikat dan di lubangi dengan menggunakan paku atau gunting agar pupuk tersebut dapat mudah larut didalam media kultur pakan alami Daphnia. Pupuk tersebut akan berproses didalam media dan akan tumbuh mikroorganisme sebagai makanan utama dari Daphnia. Waktu yang dibutuhkan oleh proses dekomposisi pupuk didalam media kultur pakan alami Daphnia ini berkisar antara 7 – 14 hari. Setelah itu baru bisa dilakukan penebaran bibit Daphnia kedalam media kultur.
Selama dalam pemeliharaan harus terus dilakukan pemupukan susulan seminggu sekali dengan dosis setengah dari pemupukan awal. Pakan alami Daphnia mempunyai siklus hidup yang relatif singkat yaitu 28 – 33 hari. Oleh karena itu agar pembudidayaannya bisa
berlangsung terus harus selalu diberikan pemupukan susulan. Dalam memberikan pemupukan susulan ini caranya hampir sama dengan pemupukan awal dan ada juga yang memberikan pemupukan susulannya dalam bentuk larutan pupuk yang dicairkan.
Parameter kualitas air didalam media kultur pakan alami Daphnia juga harus dilakukan pengukuran. Daphnia akan tumbuh dan
berkembang pada media kultur yang mempunyai kandungan Oksigen terlarut sebanyak > 4 ppm, kandungan amonia < 1 ppm, suhu air berkisar antara 28 – 30 oC dan pH air antara 6,3 – 8,5.
Langkah kerja dalam menyiapkan media budidaya Daphnia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum menyiapkan media kultur pakan alami Daphnia.
2. Tentukan jenis pupuk yang akan digunakan sebagai unsur hara dalam pembuatan media kultur berdasarkan identifikasi jenisjenis pupuk berdasarkan fungsi dan kegunaan!
3. Hitunglah dosis pupuk yang telah ditentukan pada point 2 berdasarkan kebutuhan unsur hara yang diinginkan dalam pembuatan media kultur !
4. Lakukan penimbangan dengan tepat berdasarkan perhitungan dosis pupuk pada point 3.
5. Masukkanlah pupuk yang telah ditimbang ke dalam kantong/ karung plastik dan ikatlah dengan karet .
6. Lubangilah kantong/karung plastik tersebut dengan paku atau gunting untuk memudahkan pelarutan pupuk didalam media kultur !
7. Masukkanlah kantong/karung plastik kedalam wadah budidayadan letakkan kedalam media kultur sampai posisi karung/kantong plastik tersebut terendam didalamnya.
8. Ikatlah dengan menggunakan tali rafia agar posisinya aman tidak terlepas.
9. Biarkan selama 7 -14 hari agar media kultur tersebut siap untuk ditebari bibit Daphnia.
Inokulasi Bibit Daphnia
Apakah inokulasi itu ? Bagaimana anda melakukan inokulasi/menanambibit pakan alami Daphnia padamedia kultur ? Dalam buku ini akan diuraikan secara singkat tentangidentifikasi Daphnia, pemilihan bibit Daphnia yang akan diinokulasi dan cara melakukan inokulasi pada media kultur pakan alami Daphnia.
Ada beberapa langkah yang harus dilakukan sebelum melakukan inokulasi bibit pakan alami kedalam media kultur yaitu pertama melakukan identifikasi jenis bibit pakan alami Daphnia, kedua melakukan seleksi terhadap bibit pakan alami Daphnia, ketiga melakukan inokulasi bibit pakan alami sesuai dengan prosedur . Identifikasi Daphnia perlu dilakukan agar tidak terjadi kesalahan dalam melakukan inokulasi. Daphniamerupakan salah satu jenis zooplankton yang hidup diperairan tawar didaerah tropis dan subtropis. Di alam ada banyak genus daphnia, berdasarkan pengamatan para ahli genus ini terdapat lebih dari 20 jenis, sedangkan didaerah tropis ada 6 jenis. Berdasarkan klasifikasinya Daphnia sp dapat dimasukkan kedalam :
Filum : Arthropoda
Kelas : Crustacea
Subklas : Branchiopoda
Divisi : Oligobranchiopoda
Ordo : Cladocera
Famili : Daphnidae
Genus : Daphnia
Spesies : Daphnia sp
Morfologi Daphnia dapat dilihat secara langsung dibawah mikroskop, bentuk tubuhnya lonjong, pipih dan segmen badan tidak terlihat. Pada bagian ventral kepala terdapat paruh. Pada bagian kepala terdapat lima pasang apendik atau alat tambahan, yang pertama disebut antenna pertama (antennule), yang kedua disebut antenna kedua yang mempunyai fungsi utama sebagai alat gerak. Sedangkan tiga pasang alat tambahan lainnya merupakan alat tambahan yang merupakan bagian-bagian dari mulut.
Tubuh Daphnia ditutupi oleh cangkang dari kutikula yang mengandung khitin yang transparan, dibagian dorsal (punggung) bersatu tetapi dibagian ventral (perut) berongga/terbuka dan terdapat lima pasang kaki yang tertutup oleh cangkang. Ruang antara cangkang dan tubuh bagian dorsal merupakan tempat pengeraman telur. Pada ujung post abdomen terdapat dua kuku yang berduri kecil-kecil. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.20.

Langkah selanjutnya setelah dapat mengidentifikasi jenis Daphnia yang akan ditebar kedalam media kultur adalah melakukan pemilihan terhadap bibit Daphnia. Pemilihan bibit Daphnia yang akan ditebar kedalam media kultur harus dilakukan dengan tepat. Bibit yang akan ditebar kedalam media kultur harus yang sudah dewasa. Daphnia dewasa berukuran 2,5 mm, anak pertama sebesar 0,8 mm dihasilkan secara parthenogenesis.
Perkembangbiakan Daphnia di dalam media kultur dapat dilakukan dengan dua cara yaitu secara sexual dan asexual. Perkembangbiakan secara asexual (tidak kawin) yang disebut dengan Parthenogenesis biasa terjadi dan akan menghasilkan individu muda betina. Perbandingan jenis kelamin atau sex ratio pada Daphnidae menunjukkan keragaman dan bergantung kepada kondisi lingkungannya. Pada lingkungan yang baik, hanya terbentuk individu betina tanpa individu jantan. Pada kondisi ini , telur dierami didalam kantong pengeraman sampai menetas dan anak Daphnia dikeluarkan pada waktu pergantian kulit. Pada kondisi perairan yang mulai memburuk disamping individu betina dihasilkan individu jantan yang dapat mendominasi populasi dengan perbandingan 1 : 27. Dengan munculnya individu jantan, populasi yang bereproduksi secara sexual akan membentuk efipia atau resting egg disebut juga siste yang akan menetas jika kondisi perairan baik kembali.
Daphnia mempunyai umur hidup yang relatif singkat yaitu antara 28 – 33 hari. Pada umur empat hari individu Daphnia sudah menjadi
dewasa dan akan mulai menghasilkan anak pertamanya pada umur 4 – 6 hari. Daphnia ini akan beranak dengan selang waktu selama dua hari , jumlah anak yangdihasilkan dalam sekali reproduksi adalah 29 – 30 ekor.
Selama hidupnya Daphnia mengalami empat periode yaitu telur, anak, remaja dan dewasa. Pertambahan ukuran terjadi sesaat setelah telur menetas didalam ruangpengeraman. Setelah dua kali instar pertama, anak Daphnia yang bentuknya mirip dengan Daphnia dewasa dilepas pada ruang pengeraman. Jumlah instar pada stadium anak ini hanya dua sampai lima kali, tetapi tingkat pertumbuhan tertinggi terjadi pada stadium ini. Periode remaja adalah instar tunggal antara instar anak terakhir dan instar dewasa pertama. Pada periode ini sekelompok telur pertama mencapai perkembangan penuh didalam ovarium. Segera setelah Daphnia ganti kulit pada akhir instar remaja memasuki instar dewasa pertama, sekelompok telur pertama dilepaskan kedalam ruang pengeraman. Selama instar dewasa pertama, kelompok telur kedua berkembang diovarium dan seterusnya.
Setelah dapat membedakan antara individu Daphnia yang telur, anak, remaja dan dewasa maka selanjutnya adalah memilih individu
yang dewasa sebagai calon bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur. Jumlah bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur sangat bergantung kepada volume media kultur . Padat penebaran bibit yang akan diinokulasi kedalam media kultur biasanya adalah 20 – 25 individu perliter.
Cara yang dilakukan dalam melakukan inokulasi adalah dengan menebarkannya secara hati-hati kedalam media kultur sesuai dengan padat tebar yang telah ditentukan. Penebaran bibit Daphnia ini sebaiknya dilakukan pada saat suhu perairan tidak terlalu tinggi yaitu pada pagi dan sore hari. Langkah kerja dalam menginokulasi/menanam bibit pakan alami Daphnia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan inokulasi/penanaman bibit pakan alami Daphnia!
2. Siapkan mikroskop dan peralatannya untuk mengidentifikasi jenis Daphnia yang akan dibudidayakan!
3. Ambillah seekor Daphnia dengan menggunakan pipet dan letakkan di atas objec glass, dan teteskan formalin agar individu tersebut tidak bergerak !
4. Letakkan objec glass dibawah mikroskop dan amati morfologi Daphnia serta cocokkan dengan gambar 1.
5. Lakukan pengamatan terhadap individu Daphnia beberapa kali ulangan agar dapat membedakan tahapan stadia pada Daphnia yang sedang diamati dibawah mikroskop !
6. Hitunglah panjang tubuh individu daphnia dewasa beberapa ulangan dan perhatikan ukuran tersebut dengan kasat mata!
7. Lakukanlah pemilihan bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur dan letakkan dalam wadah yang terpisah!
8. Tentukan padat penebaran yang akan digunakan dalam budidaya pakan alami Daphnia tersebut sebelum dilakukan penebaran.
9. Hitunglah jumlah bibit yang akan ditebar tersebut sesuai dengan point 8.
10. Lakukan penebaran bibit pakan alami Daphnia pada pagi atau sore hari dengan cara menebarkannya secara perlahanlahan kedalam media kultur.
Pemeliharaan Budidaya Daphnia
Agar Daphnia yang dipelihara dalam wadah budidaya tumbuh dan berkembang harus dilakukan pemberian pupuk susulan yang berfungsi untuk menumbuhkan mikroorganisme sebagai makanan Daphnia. Pemupukan susulan adalah pemupukan yang dimasukkan kedalam media kultur selama pemeliharaan pakan alami Daphnia dengan dosis 50 – 100 % dari dosis pemupukan pertama yang sangat
bergantung kepada kondisi media kultur. Pemupukan tersebut sangat berguna bagi pertumbuhan phytoplankton, detritus, fungi dan bakteri yang merupakan makanan utama dari pakan alami Daphnia.
Selama dalam pemeliharaan tersebut harus terus dilakukan pemupukan susulan seminggu sekali atau dua minggu sekali dengan dosis yang bergantung kepada kondisi media kultur , biasanya dosis yang
digunakan adalah setengah dari pemupukan awal. Pakan alami Daphnia mempunyai siklus hidup yang relatif singkat yaitu 28 – 33 hari. Oleh karena itu agar pembudidayaannya bisa berlangsung terus menerus harus selalu diberikan pemupukan susulan. Dalam memberikan pemupukan susulan ini caranya hampir sama dengan pemupukan awal dan ada juga yang memberikan pemupukan susulannya dalam bentuk larutan pupuk yang dicairkan.
Fungsi utama pemupukan susulan adalah untuk menumbuhkan pakan yang dibutuhkan oleh Daphnia agar tumbuh dan berkembang.
Berdasarkan kebutuhan pakan bagi Daphnia tersebut ada dua metode yang biasa dilakukan oleh pembudidaya yaitu Detrital system dan Autotrophic system. Detrital System adalah penggunaan pupuk kandang kering yang dimasukkan dalam media kultur Daphnia sebanyak 450 gram dalam 1000 liter air dan dilakukan pemupukan susulan dengan dosis 50 – 100% dari pemupukan pertama yang diberikan seminggu sekali. Selain itu untuk mempercepat tumbuhnya bakteri, fungi, detritus dan beragam phytoplankton ditambahkan dedak dan ragi dosis yang digunakan adalah 450 gram kotoran ayam kering ditambah 112 gram dedak dan 22 gram ragi kedalam 1000 liter media kultur.
Autotrophic system adalah sistem dalam budidaya Daphnia dimana pakan yang dibutuhkan untuk tumbuh dan berkembangnya Daphnia tersebut dikultur secara terpisah dengan media kultur Daphnia. Phytoplakton yang dibutuhkan dibudidayakan sendiri dan didalam media kultur Daphnia tersebut ditambahkan campuran beberapa vitamin dan ditambahkan dedak. Komposisi campuran vitamin dapat dilihat pada Tabel 7.6. Dosis campuran vitamin tersebut adalahsatu mililiter larutan digunakan untuk satu liter media kultur. Selain campuran vitamin didalam media kultur pakan alami Daphnia juga ditambahkan larutan dedak dengan dosis 50 gram dedak ditambahkan dengan 1 liter air lalu diblender dan diaduk selama satu menit, larutan tersebut disaring dengan menggunakan saringan kain yang berdiameter 60 μm. Suspensi tersebut diberikan kewadah yang berisi media kultur Daphnia, satu gram dedak biasanya digunakan untuk 500 ekor Daphnia setiap dua hari sekali.

Frekuensi pemupukan susulan ditentukan dengan melihat sampel air didalam media kultur , parameter yang mudah dilihat adalah jika
transparansi kurang dari 0,3 m didalam media kultur. Hal ini dapat dilihat dari warna air media yang berwarna keruh atau warna bening. Jika hal tersebut terjadi segera dilakukan pemupukan susulan. Jenis pupuk yang digunakan sama dengan pemupukan awal. Langkah kerja dalam melakukan pemupukan susulan adalah :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan pemupukan susulan.
2. Amati warna air didalam media kultur, catat dan diskusikan !
3. Tentukan jenis pupuk dan dosis yang akan digunakan dalam pemupukan susulan !
4. Hitunglah kebutuhan pupuk yang akan digunakan sesuai dengan dosis yang telah ditetapkan !
5. Timbanglah pupuk sesuai dengan dosis pupuk yang telah dihitung !
6. Masukkan pupuk kedalam kantong/karung plastik dan ikat serta dimasukkan kedalam media kultur, jika pemupukan susulan akan dilakukan dengan membuat larutan suspensi pupuk juga dapat dilakukan. Cara pembuatan larutan suspensi pupuk ini dengan menambahkan air kedalam pupuk dan disaring lalu ditebarkan larutan tersebut kedalam media kultur.
Pemantauan Pertumbuhan Daphnia
Mengapa pertumbuhan populasi pakan alami Daphnia harus dipantau? Kapan waktu yang tepat dilakukan pemantauan populasi
pakan alami Daphnia yang dibudidayakan didalam media kultur? Bagaimana kita menghitung kepadatan populasi pakan alami Daphnia didalam media kultur ? Mari kita jawab pertanyaan-pertanyaan tersebut dengan mempelajari buku ini selanjutnya. Didalam buku ini akan diuraikan secara singkat tentang pertumbuhan Daphnia, menghitung kepadatan populasi dan waktu pemantauannya.
Daphnia yang dipelihara dalam media kultur yang tepat akan mengalami pertumbuhan yang cepat. Secara biologis Daphnia akan tumbuh dewasa pada umur empat hari, jika pada saat inokulasi yang ditebarkan adalah bibit Daphnia yang dewasa maka dalam waktu dua hari bibit Daphnia tersebut sudah mulai beranak, karena periode maturasi daphnia pada media yang mempunyai suhu 25o C adalah dua
hari. Jumlah anak yang dikeluarkan dari satu induk bibit Daphnia adalah sebanyak 29–30 ekor, yang dikeluarkan dengan selang waktu dua hari. Daur hidup Daphnia adalah 28–33 hari dan Daphniamenjadi dewasa hanya dalam waktu empat hari, sehingga bisa diperhitungkan prediksi populasi Daphnia didalam media kultur.
Berdasarkan siklus hidup Daphnia maka kita dapat menentukan waktu yang tepat untuk dilakukan pemanenan sesuai dengan kebutuhan larva atau benih ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami Daphnia. Ukuran Daphnia yang dewasa dan anak-anak berbeda oleh karena itu perbedaan ukuran tersebut sangat bermanfaat bagi ikan yang akan mengkonsumsi dan disesuaikan dengan ukuran bukaan mulut larva.
Pemantauan pertumbuhan pakan alami Daphnia di media kultur harus dilakukan agar tidak terjadi kapadatan populasi yang mengakibatkan tingkat kematian yang tinggi didalam media. Hal tersebut diakibatkan oleh kurangnya oksigen didalam media kultur. Tingkat kepadatan populasi yang maksimal didalam media kultur adalah 1500 individu perliter, walaupun ada juga yang mencapai kepadatan 3000 – 5000 individu perliter.
Untuk mengukur tingkat kepadatan populasi Daphnia didalam media kultur dilakukan dengan cara sampling beberapa titik dari media, minimal tiga kali sampling. Sampling dilakukan dengan cara mengambil air media kultur yang berisi Daphnia dengan menggunakan baker glass atau erlemeyer. Hitunglah jumlah Daphnia yang terdapat dalam botol contoh tersebut, data tersebut dapat dikonversikan dengan volume media kultur.
Langkah kerja dalam memantau pertumbuhan populasi pakan alami Daphnia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan pemantauan pertumbuhan populasi pakan alami Daphnia.
2. Tentukan waktu pemantauan kepadatan populasi sesuaidengan prediksi tingkat pertumbuhan Daphnia di media kultur.
3. Ambillah sampel air dimedia kultur dengan menggunakan baker glass/erlemeyer, amati dengan seksama dan teliti !
4. Hitunglah jumlah Daphnia yang terdapat dalam baker glass tersebut !
5. Lakukanlah kegiatan tersebut minimal tiga kali ulangan dan catat apakah terjadi perbedaannilai pengukuran dari ketiga
lokasi yang berbeda.
6. Hitunglah rata-rata nilai populasi dari ketiga sampel yang berbeda lokasi. Nilai rata-rata ini akan dipergunakan untuk menghitung
kepadatan populasi pakan alami Daphnia di media kultur.
7. Catat volume air sampel dan jumlah Daphnia dari data point 6, lakukan konversi nilai perhitungan tersebut untuk menduga kepadatan populasi pakan alami Daphnia didalam media kultur.
8. Diskusikan nilai perhitungan tersebut dengan temanmu !
Pemanenan Daphnia
Pakan alami yang telah dibudidayakan di media kultur bertujuan untuk diberikan kepada larva/benih yang dipelihara. Kebutuhan larva/benih ikan akan pakan alami Daphnia selama pemeliharaan adalah setiap hari. Oleh karena itu waktu pemanenan pakan alami itu sangat bergantung kepada kebutuhan larva/benih akan pakan alami Daphnia. Pemanenan pakan alami Daphnia ini dapat dilakukan setiap hari atau seminggu sekali atau dua minggu sekali. Hal tersebut bergantung kepada kebutuhan suatu usaha terhadap ketersediaan pakan alami Daphnia.
Pemanenan pakan alami Daphnia yang dilakukan setiap hari biasanya jumlah yang dipanen adalah kurang dari 20% . Pemanenan Daphnia dapat juga dilakukan seminggusekali atau dua minggu sekali sangat bergantung kepada kelimpahan populasi Daphnia di dalam media kultur.
Untuk menghitung kepadatan daphnia pada saat akan dilakukan pemanenan, dapat dilakukan tanpa menggunakan alat pembesar atau mikroskop. Daphnia diambil dari dalam wadah, yang telah diaerasi agak besar sehingga daphnia merata berada di seluruh kolom air, dengan memakai gelas piala volume 100 ml. Daphnia dan air di dalam gelas piala selanjutnya dituangkan secara perlahan-lahan sambil dihitung jumlah daphnia yang keluar bersama air.
Apabila jumlah daphnia yang ada sangat banyak, maka dari gelas piala 100 ml dapat diencerkan, caranya adalah dengan menuangkan kedalam gelas piala 1000 ml dan ditambah air hingga volumenya 1000ml.Dari gelas 1000 ml, lalu diambil sebanyak 100 ml. Daphnia yang ada dihitung seperti cara diatas, lalu kepadatan di dalam wadah budidaya dapat diketahui dengan cara mengalikan 10 kali jumlah didalam gelas 100 ml. Sebagai contoh, apabila di dalam gelas piala 100 ml terdapat 200 ekor daphnia, maka kepadatan daphnia diwadah budidaya adalah 10 X 200 ekor = 2000 individu per 100 ml.
Pemanenan Daphnia dapat dilakukan berdasarkan siklus reproduksinya, dimana Daphnia akan menjadi dewasa pada umur empat hari dan dapat beranak selang dua hari sekali, maka dapat dipredeksi kepadatan populasi Daphnia didalam media kultur jika padat tebar awal
dilakukan pencatatan. Daphnia dapat berkembangbiak tanpa kawin dan usianya relative singkat yaitu 28 – 33 hari.
Pemanenan dapat dilakukan pada hari ke tujuh – sepuluh jika populasinya sudah mencukupi, pemanenan tersebut dilakukan dengan cara menggunakan seser halus. Waktu pemanenan dilakukan pada pagi hari disaat matahari terbit, pada waktu tersebut Daphnia akan
banyak mengumpul dibagian permukaan media untuk mencari sinar. Dengan tingkahlakunya tersebut akan sangat mudah bagi para pembudidaya untuk melakukan pemanenan. Daphnia yang baru dipanen tersebut dapat digunakan langsung untuk konsumsi larva atau benih ikan.
Daphnia yang sudah dipanen tersebut dapat tidak secara langsung diberikan pada larva dan benih ikan hias yang dibudidayakan tetapi dilakukan penyimpanan. Cara penyimpanan Daphnia yang dipanen berlebih dapat dilakukan pengolahan Daphnia segar menjadi beku .
Proses tersebut dilakukan dengan menyaring Daphnia dengan air dan Daphnianya saja yang dimasukkan dalam wadah plastic dan disimpan didalam lemari pembeku (Freezer). Langkah kerja dalam memanen pakan alami Daphnia adalah sebagai berikut :
• Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan pemanenan pakan alami Daphnia.
• Tentukan waktu pemanenan pakan alami Daphnia jika kepadatan populasi sesuai dengan prediksi tingkat pertumbuhan Daphnia di media kultur.
• Ambillah sampel air dimedia kultur dengan menggunakan baker glass/erlemeyer, amati dengan seksama dan teliti !
• Hitunglah jumlah Daphnia yang terdapat dalam baker glass tersebut !
• Lakukanlah kegiatan tersebut minimal tiga kali ulangan dan catat apakah terjadi perbedaan nilai pengukuran dari ketiga lokasi yang berbeda.
• Hitunglah rata-rata nilai populasi dari ketiga sampel yang berbeda lokasi. Nilai rata-rata ini akan dipergunakan untuk menghitung kepadatan populasi pakan alami Daphnia di media kultur.
• Catat volume air sampel dan jumlah Daphnia dari data point 6, lakukan konversi nilai perhitungan tersebut untuk menduga kepadatan populasi pakan alami Daphnia didalam media kultur.
• Jika kepadatan populasi Daphnia sudah mencapai 3000 – 5000 individu perliter maka pakan alami Daphnia siap dilakukan pemanenan.
• Pemanenan dilakukan dengan cara menyeser pakan alami Daphnia pada saat pagi hari
• Kumpulkan Daphnia yang sudah diambil dari media kultur dan letakkan dalam wadah terpisah, siap untuk diberikan kepada larva dan benih ikan.
7.3.2. Budidaya Artemia
Artemia merupakan salah satu jenis zooplankton yang hidup diperairan asin yang dapat digunakan pada larva dan benih ikan air tawar, payau dan laut. Saat ini kebutuhan hatchery akan Artemia masih import dari berbagai negara penghasil, produk ini dibeli dalam bentuk kemasan kaleng dengan berbagai merek, untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.21.


Menurut Balai Besar Pengembangan
Budidaya Air Payau Jepara (2003) sudah dapat memproduksi Artemia ini secara massal pada tambak bersamaan dengan produksi garam. Dalam satu musim kering diproduksi sedikitnya 6 bulan dan menghasilkan kista basah sebanyak 40 kg dari luas tambak 1.500 m2 dan garam 56 ton. Budidaya artemia dapat dilakukan dengan beberapa kegiatan yaitu mulai dari persiapan tambak, penebaran benih, penumbuhan makanan alami, pemeliharaan, pemanenan dan prosesing. Tambak yang dapat digunakan untuk membudidayakan artemia adalah tambak yang garam yang tidak bocor dan ketersediaan air selalu ada dengan kedalaman tambak adalah 70 cm. Sebelum digunakan tambak garam ini dilakukan persiapan tambak yaitu :
• Penjemuran/pengeringan dasar tambak
• Pengapuran tambak dengan dosis 500 kg/ha
• Pemupukan organik 500 kg/ha
• Pemupukan TSP/urea 200 kg (1:3)
• Pengisian air tambak dengan salinitas 80 ppt sedalam 70 cm Setelah tambak dipersiapkan langkah selanjutnya adalah melakukan penebaran benih yaitu nauplii artemia sebanyak 200 ekor perliter pada stadia instar I yaitu artemia yang baru menetas. Penebaran ini harus dilakukan pada saat suhu rendah.
Artemia yang dipelihara didalam tambak garam untuk tumbuh dan berkembangbiak harus terdapat makanan yang dapat dikonsumsi oleh artemia tersebut. Oleh karena itu harus dilakukan penumbuhan makanan alami untuk artemia tersebut dengan cara melakukan pemupukan secara kontinu dengan menggunakan pupuk organik atau anorganik sebanyak 10% dari dosis awal pemupukan dan dilakukan inokulasi pakan alami. Makanan artemia diperairan alami adalah material partikel detritus organik dan organisme hidup seperti algae mikroskopik dan bakteri. Selain itu
Artemia dapat diberikan pakan tambahan berupa dedak yang diperkaya dengan vitamin dan mineral atau bungkil kelapa, silase ikan maupun tepung terigu. Oleh karena itu pada tambak pemeliharaan artemia diberikan pakan tambahan berupa bungkil kelapa yang sebelumnya (2 jam) direndam baru diberikan dengan cara menebarkannya secara merata pada tambak budidaya.
Budidaya artemia dapat dilakukan pada lokasi yang memiliki salinitas cukup tinggi yaitu lebih dari 50 promill, menurut hasil penelitian
salinitas ditambak budidaya artemia pada saat penebaran nauplii artemia adalah 70 ppt dan untuk menghasilkan kista dengan hasil
yang optimum dibutuhkan salinitas antara 120 – 140 ppt sedangkan peningkatan salinitas hingga 150 ppt akan menghasilkan produktivitas
telur menjadi menurun. Oleh karena itu,pada tambak budidaya artemia setelah dilakukan penebaran nauplii artemia salinitas tambak secara bertahap terus ditingkatkan dari 70 ppt menjadi 80 ppt terus secara bertahap dinaikkan sampai menjadi 120 – 140 ppt.
Pada usaha hatchery air tawar, payau maupun laut yang membutuhkan artemia sebagai pakan alami larva dan benihnya, biasanya mereka membeli produk cyst artemia dan hanya melakukan kegiatan penetasan cyst/kista artemia yang sudah cukup banyak dijual dalam kemasan kaleng tersebut.
Dalam menetaskan cyst Artemia ada dua metoda yang dapat dilakukan yaitu metoda Dekapsulasi dan metoda tanpa Dekapsulasi. Metoda penetasan dengan dekapsulasi adalah suatu cara penetasan kista artemia dengan melakukan proses penghilangan lapisan luar kista dengan menggunakan larutan hipokhlorit tanpa mempengaruhi kelangsungan hidup embrio. Sedangkan metoda penetasan tanpa
dekapsulasi adalah suatu cara penetasan artemia tanpa melakukan proses penghilangan lapisan luar kista tetapi secara langsung ditetaskan dalam wadah penetasan.
Prosedur yang harus dilakukan dalam menetaskan cyst artemia dengan metode Dekapsulasi adalah :
1. Ambil kista artemia sejumlah yang telah ditentukan dan harus diketahui bobotnya, kemudian kista tersebut dimasukkan kedalam wadah yang berbentuk kerucut dan dilakukan hidrasi selama 1 – 2 jam dengan menggunakan air tawar atau air laut dengan salinitas maksimum 35 permil serta diberi aerasi dari dasar wadah .
2. Dilakukan penghentian aerasi sebelum kista tersebut disaring dengan menggunakan saringan kasa yang berdiameter 120 mikron , kemudian kista tersebut dicuci dengan air bersih.
3. Larutan hipoklorit yaitu larutan yang mengandung HclO disiapkan yang akan digunakan untuk melakukan proses penghilangan lapisan luar kista. Larutan hipoklorit yang digunakan dapat diperoleh dari dua macam senyawa yang banyak dijual dipasaran yaitu Natrium hipoklorit (Na O Cl) dengan dosis 10 cc Na O Cl untuk satu gram kista dan Kalsium hipoklorit (Ca (Ocl)2 dengan dosis 0,67 gram untuk satu gram kista . Dari kedua senyawa larutan hipoklorit ini kalsium hipoklorit lebih mudah didapat dan harganya relatif lebih murah daripada natrium hipoklorit. Dalam dunia perdagangan dan bahasa sehari-hari kalsium hipoklorit dikenal sebagai kaporit
(berupa bubuk), sedangkan natrium hipoklorit dijual berupa cairan dan dikenal sebagai klorin.
4. Kista yang telah disaring dengan saringan kasa dimasukkan kedalam media larutan hipoklorit dan diaduk secara manual serta diaerasi secara kuat-kuat, suhu dipertahankan dibawah 40 oC.
5. Proses penghilangan lapisan luar kista dilakukan selama 5 – 15 menit yang ditandai dengan terjadinya perubahan warna kista dari coklat gelap menjadi abuabu kemudian orange.
6. Kista disaring dengan menggunakan saringan 120 mikron dan dilakukan pencucian kista dengan menggunakan air laut secara berulang-ulang sampai bau klorin itu hilang.
7. Kista artemia tersebut dicelupkan kedalam larutan HCl 0,1 N sebanyak dua kali dan dicuci dengan air bersih dan siap untuk ditetaskan dengan menggunakan larutan penetasan
8. Proses penetasan yang dilakukan sama dengan proses penetasan tanpa dekapsulasi.
Prosedur yang dilakukan dalam menetaskan cyst artemia dengan metoda tanpa dekapsulasi adalah :
1. Cyst/kista yang akan ditetaskan ditimbang sesuai dengan dosis yang digunakan misalnya 5 gram kista per liter air media penetasan.
2. Wadah dan media penetasan disiapkan sesuai persyaratan teknis
3. Cyst/kista artemia dimasukkan kedalam media penetasan yangdiberi aerasi dengan kecepatan 10 – 20 liter udara/menit, suhu
dipertahankan 25 – 30 oC dan pH sekitar 8 – 9.
4. Media penetasan diberi sinar yang berasal dari lampu TL dengan intensitas cahaya minimal 1.000 lux . Intensitas cahaya tersebut dapat diperoleh dari lampu TL /neon 60 watt sebanyak dua buah dengan jarak penyinaran dari lampu kewadah penetasan adalah 20 cm.
5. Penetasan cyst artemia akan berlangsung selama 24–48 jam kemudian.
Pemilihan metoda penetasan cyst artemia sangat bergantung kepada jenis artemia yang digunakan dan spesifikasi dari jenis artemia tersebut. Artemia yang ditetaskan dari hasil dekapsulasi dapat langsung diberikan pada benih ikan atau ditetaskan terlebih dahulu baru diberikan kepada benih ikan.
Wadah penetasan cyst Artemia
Peralatan dan wadah yang dapat digunakan dalam mengkultur pakan alami Artemia ada beberapa macam. Jenis-jenis wadah yang dapat digunakan antara lain adalah kantong plastik berbentuk kerucut, botol aqua , ember plastik dan bentuk wadah lainnya yang didesain
berbentung kerucut pada bagian bawahnya agar memudahkan pada waktu panen. Sedangkan peralatan yang dibutuhkan untuk melakukan budidaya Artemia antara lain adalah aerator/blower, selang aerasi, batu aerasi, selang air, timbangan, saringan halus/seser, ember,gayung, gelas ukur kaca, refraktometer.
Pemilihan wadah yang akan digunakan dalam membudidayakan Artemia sangat bergantung kepada tujuannya. Wadah yang terbuat dari bak semen, bak beton, bak fiber dan tanki plastik biasanya digunakan untuk menetaskan cyst Artemia secara massal dan merupakan budidaya artemia secara selektif yaitu membudidayakan pakan alami ditempat terpisah dari ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami. Sedangkan wadah budidaya kolam tanah yaitu tambak biasanya dilakukan untuk membudidayakan artemia. Oleh karena itu ukuran dari wadah yang akan digunakan sangat menentukan kapasitas produksi dari pakan alami Artemia.
Setelah berbagai macam peralatan dan wadah yang digunakan dalam membudidayakan pakan alami Artemia diidentifikasi dan dijelaskan fungsi dan cara kerjanya , langkah selanjutnya adalah melakukan persiapan terhadap wadah tersebut. Langkah pertama adalah peralatan dan wadah yang akan digunakan ditentukan sesuai dengan skala produksi dan kebutuhan. Peralatan dan wadah disiapkan untuk
digunakan dalam budidaya Artemia. Wadah yang akan digunakan dibersihkan dengan menggunakan sikat dan diberikan desinfektan untuk menghindari terjadinya kontaminasi dengan mikroorganisme yang lain. Wadah yang telah dibersihkan selanjutnya dapat diari dengan air bersih.
Wadah budidaya yang telah diairi dapat digunakan untuk memelihara Artemia. Air yang dimasukkan kedalam wadah budidaya harus
bebas dari kontaminan seperti pestisida, deterjen dan chlor. Air yang digunakan sebaiknya diberi oksigen dengan menggunakan aerator dan batu aerasi yang disambungkan dengan selang aerasi. Aerasi ini dapat digunakan pula untuk menetralkan chlor atau menghilangkan Carbondioksida didalam air.
Media penetasan cyst Artemia Untuk dapat menetaskan cyst
Artemia kita harus menyiapkan media yang tepat untuk pakan alami tersebut agar dapat tumbuh dan berkembang. Media seperti apakah yang dapat digunakan untuk tumbuh dan berkembang pakan alami Artemia. Artemia merupakan hewan air yang hidup diperairan laut yang memiliki salinitas berkisar antara 42 – 316 permil. Organisme ini banyak terdapat didaerah Australia, Asia, Afrika, Eropa, Amerika Utara, Amerika Tengah dan Amerika Selatan dimana pada daerah tersebut memiliki salinitas yang cukup pekat. Berdasarkan habitat alaminya pakan alami Artemia ini dapat hidup pada perairan yang mengandung salinitas cukup tinggi, walaupun tidak menutup
kemungkinan untuk hidup diperairan yang bersalinitas rendah karena Artemia memiliki adaptasi yang cukup luas terhadap salinitas.
Bagaimanakah mempersiapkan media yang akan dipergunakan untuk menetaskan cyst artemia? Cyst artemia dapat ditetaskan pada media yang mempunyai salinitas 5 permil sampai dengan 35 permil, walaupun pada habitat aslinya dapat hidup pada salinitas yang sangat tinggi. Media penetasan tersebut dapat dipergunakan air laut biasa atau membuat air laut tiruan . Air laut tiruan ini dapat dibuat dengan menggunakan air tawar ditambahkan unsur-unsur mineral yang sangat dibutuhkan untuk media penetasan. Apabila garam-garam mineral ini sulit untuk diperoleh dapat digunakan air tawar biasa ditambahkan dengan garam dapur dan diukur salinitas media tersebut dengan menggunakan refraktometer. Dosis garam dapur yang digunakan untuk membuat air laut dengan salinitas 35 permil adalah berkisar 30 gram – 35 gram per liter air. Untuk membuat air laut tiruan dengan garam mineralnya dapat dilihat pada tabel 7.7 dan 7.8.


Langkah kerja dalam menyiapkan wadah budidaya Artemia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan dan sebutkan fungsi dan cara kerja peralatan tersebut!
2. Tentukan wadah yang akan digunakan untuk menetaskan Artemia !
3. Bersihkan wadah dengan menggunakan sikat dan disiram dengan air bersih, kemudian lakukan pensucihamaan wadah dengan menggunkan desinfektan sesuai dengan dosisnya.
4. Bilaslah wadah yang telah dibersihkan dengan menggunakan air bersih.
5. Pasanglah peralatan aerasi dengan merangkaikan antara aerator, selang aerasi dan batu aerasi, masukkan kedalam wadah budidaya. Ceklah keberfungsian peralatan tersebut dengan memasukkan kedalam arus listrik.
6. Buatlah larutan garam untuk media penetasan cyst artemia dengan cara melarutkan garam dapur (NaCl) kedalam air tawar dengan dosis 35 gram perliter air tawar.
7. Ukurlah salinitas media penetasan dengan menggunakan alat refraktometer, catat. Jika salinitas media tidak sesuai dengan yang diinginkan tambahkan garam atau air tawar kedalam media sampai diperoleh salinitas media sesuai kebutuhan.
Inokulasi Artemia
Ada beberapa langkah yang harus dilakukan sebelum melakukan inokulasi bibit pakan alami kedalam media kultur yaitu pertama melakukan identifikasi jenis bibit pakan alami Artemia, kedua melakukan seleksi terhadap bibit pakan alami Artemia, ketiga melakukan inokulasi bibit pakan alami sesuai dengan prosedur.
Identifikasi Artemia perlu dilakukan agar tidak terjadi kesalahan dalam melakukan inokulasi. Artemia merupakan salah satu jenis zooplankton yang hidup diperairan laut yang bersalinitas antara 42 sampai dengan 316 permil. Berdasarkan klasifikasinya Artemia sp dapat dimasukkan kedalam :
Filum : Arthropoda
Kelas : Crustacea
Ordo : Anastraca
Famili : Artemidae
Genus : Artemia
Spesies : Artemia salina
Morfologi Artemia dapat dilihat secara langsung dibawah mikroskop, ciri khas nya yang sangat mudah untuk dikenali setelah siste artemia menetas adalah berubah menjadi nauplius. Dalam perkembangannya mengalami 15 kali perubahan bentuk (metamorfosis) , setiap kali perubahan bentuk merupakan tahapan suatu tingkatan yaitu instar I – instar XV, setelah itu menjadi artemia dewasa.
Tubuh Artemia dewasa mempunyai ukuran 1 – 2 cm dengan sepasang kaki majemuk dan 11 pasang thoracopoda. Setiap thoracopoda mempunyai eksopodit, endopodit dan epipodite yang masing-masing berfungsi sebagai alat pengumpul pakan, alat berenang dan alat pernafasan. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.
Artemia yang akan ditebar kedalam media penetasan berasal dari cyst artemia. Cyst artemia berupa telur yang mengalami fase istirahat karena kondisi lingkungan perairan buruk . Hal ini terjadi karena sifat induk artemia di alam mempunyai dua cara perkembangbiakan yaitu pada saat kondisi perairan baik maka telur yang dihasilkan akan langsung menetas menjadi nauplius (ovovivipar) sedangkan pada kondisi perairan buruk akan disimpan dalam bentuk telur (kista) disebut juga ovipar. Untuk lebih jelasnya tentang perkembangbiakan Artemia dapat dilihat pada Gambar 7.22.


Cara yang dilakukan dalam melakukan inokulasi adalah dengan menebarkannya secara hati-hati kedalam media kultur sesuai dengan
padat tebar yang telah ditentukan. Penebaran bibit Artemia ini sebaiknya dilakukan pada saat suhu perairan tidak terlalu tinggi yaitu pada pagi dan sore hari.
Bagaimanakah anda melakukan penebaran cyst Artemia yang akan digunakan untuk menetaskan cyst Artemia didalam wadah budidaya yang dilakukan secara terkontrol ? Apakah cyst Artemia itu? Untuk menjawab pertanyaan tersebut mari kita diskusikan dan pelajari dari buku ini.
Cyst Artemia atau siste Artemia adalah telur yang telah berkembang lebih lanjut menjadi embrio dan kemudian diselubungi oleh cangkang yang tebal dan kuat. Cangkang ini berguna untuk melindungi embrio terhadap pengaruh kekeringan, benturan keras, sinar ultra violet dan mempermudah pengapungan. Jadi cyst artemia itu yang akan ditetaskan adalah hasil dari perkawinan artemia dewasa jantan dan betina yang pada kondisi lingkungan buruk akan membentuk fase istirahat atau dorman. Dan biasanya disebut telur kering (diapauze).
Artemia yang dijual dipasaran merupakan hasil budidaya atau eksploitasi dari alam yang dikemas dalam kemasan kaleng dengan berat rata-rata 450 gram. Telur artemia yang berasal dari laut atau tambak ini dipanen dengan menggunakan seser, kemudian dibersihkan dari kotoran-kotoran yang melekat. Kista yang berisi embrio akan mengapung dipermukaan air. Kemudian kista tersebut dikeringkan dibawah sinar matahari atau dengan alat pengering/oven dengan suhu sebaiknya tidak lebih dari 40oC . Pengeringan didalam alat pengering ini dilakukan selama tiga jam sampai kadar air dari siste tersebut kurang dari 10% agar tahan lama dalam penyimpanan. Lama penyimpanan siste artemia jika dilakukan pengemasan dengan kaleng tanpa udara atau kantong plastik berisi gas Nitrogen adalah lima tahun.
Berapakah kebutuhan cyst artemia yang harus ditetaskan untuk memenuhi kebutuhan produksi? Untuk menjawab hal tersebut ada beberapa hal yang harus dipahami antara lain adalah padat penebaran cyst atau siste artemia didalam media penetasan dan disesuaikan dengan volume media penetasan. Berdasarkan pengalaman beberapa akuakulturis dalam menetaskan cyst artemia, padat penebaran yang digunakan adalah 5-7 gram/liter. Semakin besar wadah yang digunakan maka jumlah siste yang akan ditebarkan akan semakin banyak. Oleh karena itu harus dipilih wadah yang tepat untuk menetaskan siste artemia tersebut.
Setelah ditentukan padat penebaran yang akan dilakukan dalam penetasan cyst artemia, langkah selanjutnya jika media penetasan sudah dipersiapkan dan volumenya sudah dihitung adalah melakukan penebaran siste artemia kedalam media penetasan. Cara yang
dilakukan untuk melakukan penebaran siste artemia adalah :
1. Tentukan volume media penetasan.
2. Hitung jumlah siste yang akan ditebar sesuai dengan volume media penetasan sesuai dengan dosis yang telah ditetapkan.
3. Ambil siste artemia dan timbanglah sesuai kebutuhan.
4. Masukkan siste kedalam wadah yang berisi media penetasan sesuai dengan salinitas yang telah ditetapkan dengan cara menuangkan secara perlahan siste kedalam media, pada saat siste ditebar sebaiknya selang aerasi dihentikan terlebih dahulu agar siste tersebut berada didalam media penetasan.
Langkah kerja dalam menebar cyst artemia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum menebar cyst Artemia.
2. Tentukan padat penebaran cyst Artemia dan volume media penetasan!
3. Hitunglah jumlah cyst yang akan ditebar setelah ditentukan pada point 2 berdasarkan volume media penetasan !
4. Lakukan penimbangan dengan tepat berdasarkan perhitungan jumlah cyst Artemia pada point 3.
5. Masukkanlah cyst Artemia yang telah ditimbang kedalam media penetasan secara hati-hati, lepaskan aerasi didalam media penetasan pada saat dilakukan penebaran !
6. Pasanglah aerasi setelah cyst Artemia ditebarkan kedalam media penetasan !
7. Amati proses penetasan cyst Artemia dengan menghitung percentage penetasannya! Persentase penetasan N (Hatching Persentase) = ---- X 100% C
Dimana :
N : jumlah nauplius yang menetas
C : jumlah cyst yang ditebar
Artemia salina merupakan salah satu zooplankton sebagai sumber pakan alami yang sangat cocok bagi larva ikan konsumsi maupun ikan hias.
Jenis pakan alami ini dapat diperoleh dengan cara membudidayakan Artemia di lahan budidaya/ tambak atau hanya menetaskan cyst/siste Artemia yang dibeli dalam bentuk kemasan kaleng berisi 450 gram dan ditetaskan dalam wadah budidaya yang sesuai sampai dipelihara sesuai dengan kebutuhan.
Dalam menetaskan cyst/siste artemia ada beberapa tahapan yang harus dilakukan antara lain adalah memantau proses penetasan cyst artemia. Cyst artemia yang ditetaskan dalam wadah budidaya berbentuk kerucut dan bening akan sangat mudah untuk memantau
proses penetasannya. Proses penetasan artemia akan berlangsung selama 24-48 jam. Cyst Artemia yang diperdagangkan merupakan cyst yang telah dikeringkan dengan kadar air kurang dari 10%. Oleh karena itu dalam proses penetasan dapat dilakukan dengan dua metoda yaitu metoda Dekapsulasi dan metoda tanpa dekapsulasi. Dari kedua metoda tersebut akan terjadi proses penetasan yang berbeda.
Proses penetasan dengan menggunakan metoda dekapsulasi, cyst artemia pada tahap awal dilakukan perendaman dengan air tawar selama satu jam yang berfungsi untuk meningkatkan kadar air pada cyst artemia dan cyst artemia tersebut akan menggembung karena air masuk kedalam cyst, Cyst yang menggembung akan mulai terjadi proses metabolisme. Setelah satu jam direndam dan cyst sudah mengandung kadar air kurang lebih 65% maka cyst artemia tersebut disaring dengan menggunakan kain saringan 120 mikron serta dicuci
dengan air tawar atau air laut sampai bersih. Kemudian dimasukkan kedalam larutan hipoklorit yang telah disiapkan lengkap dengan aerasinya. Proses dekapsulasi berlangsung selama 10-15 menit. Proses dekapsulasi ditandai dengan terjadinya perubahan warna siste dari coklat menjadi abu-abu dan akhirnya berwarna jingga serta air didalam wadah mengandung buih atau busa.
Setelah proses dekapsulasi selesai siste yang sudah tidak bercangkang diambil dengan alat penyedot dan disaring dengan menggunakan alat penyaring dari kasa kawat baja tahan karat (stainless steel) dengan ukuran mata 120-150 mikron. Proses pencucian dilakukan dengan menggunakan air tawar atau air laut sampai bau chlorine hilang. Siste yang sudah tidak bercangkang tersebut masih berupa siste yang telanjang belum menetas karena masih diselimuti oleh selaput embrio yang tipis. Oleh karena itu masih harus dilakukan penetasan dengan menggunakan air laut yang bersalinitas 5-35 permil.
Proses penetasan cyst artemia dengan metoda dekapsulasi selanjutnya adalah melarutkan siste tersebut dengan larutan garam bersalinitas antara 5 permil sampai dengan 35 permil. Waktu yang dibutuhkan sampai siste tersebut menetas menjadi nauplius dibutuhkan waktu sekitar 24 - 48 jam.
Proses penetasan cyst/siste artemia dengan metoda tanpa dekapsulasi dilakukan dengan cara siste yang akan ditetaskan ditimbang sesuai dengan dosis yang digunakan misalnya 5 gram siste per liter air media penetasan. Kemudian wadah dan media penetasan disiapkan sesuai persyaratan teknis yang telah ditentukan, siste artemia dimasukkan kedalam media penetasan yang diberi aerasi dengan kecepatan 10 – 20 liter udara/menit, suhu dipertahankan 25 – 30 oC dan pH sekitar 8 – 9. Media penetasan diberi sinar yang berasal dari lampu TL dengan intensitas cahaya minimal 1.000 lux. Intensitas cahaya tersebut dapat diperoleh dari lampu TL/neon 60 watt sebanyak dua buah dengan jarak penyinaran dari lampu kewadah penetasan adalah 20 cm. Penetasan cyst artemia akan
berlangsung selama 24-48 jam kemudian.
Langkah Kerja Memantau proses penetasan artemia adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan pemantauan proses penetasan artemia.
2. Amati siste artemia didalam media penetasan, catat dan diskusikan !
3. Amati setiap jam perkembangan dari siste artemia dibawah mikroskop dan catat jam terjadinya penetasan siste manjadi nauplius !
4. Hitunglah jumlah persentase siste yang menetas didalam media penetasan sesuai dengan rumus !
Pakan alami artemia yang telah ditetaskankan di media penetasan bertujuan untuk diberikan kepada larva/benih yang dipelihara. Kebutuhan larva/benih ikan akan pakan alami Artemia selama pemeliharaan adalah setiap hari. Oleh karena itu waktu pemanenan
pakan alami itu sangat bergantung kepada kebutuhan larva/benih akan pakan alami Artemia. Pemanenan pakan alami Artemia ini dapat dilakukan setiap hari atau seminggu sekali atau dua minggu sekali. Hal tersebut bergantung kepada kebutuhan suatu usaha terhadap ketersediaan pakan alami Artemia.
Pemanenan pakan alami Artemia yang dilakukan setiap hari biasanya jumlah yang dipanen adalah kurang dari 20%. Pemanenan Artemia dapat juga dilakukan seminggu sekali atau dua minggu sekali sangat bergantung kepada ukuran Artemia yang akan diberikan kepada larva/benih ikan. Cyst artemia yang baru menetas mempunyai ukuran antara 200-350 mikrometer (0,2-0,35 mm) dan disebut nauplius. Duapuluh empat jam setelah menetas nauplius artemia ini akan mulai tumbuh organ pencernaannya, oleh karena itu pada
masa tersebut artemia sudah mulai makan dengan adanya makanan didalam media penetasan artemia akan tumbuh dan berkembang. Artemia menjadi dewasa pada umur empatbelas hari dan akan beranak
setiap empat sampai lima hari sekali. Jadi waktu panen artemia sangat ditentukan oleh ukuran besar mulut larva yang akan mengkonsumsinya dengan ukuran artemia yang akan ditetaskan. Jika didalam media penetasan tidak terdapat sumber makanan bagi artemia maka artemia tidak akan tumbuh dan berkembang melainkan akan mati secara perlahan-lahan karena kekurangan energi. Pada beberapa usaha pembenihan biasanya hanya dilakukan penetasan cyst artemia tanpa melakukan pemeliharaan terhadap cyst yang telah ditetaskan.
Setelah cyst artemia menetas 24-48 jam setelah ditetaskan maka akan dilakukan pemanenan cyst artemia dengan cara sebagai berikut :
1. Lepaskan aerasi yang ada didalam wadah penetasan.
2. Lakukan penutupan wadah penetasan pada bagian atas dengan menggunakan plastik hitam agar artemia yang menetas akan berkumpul pada bagian bawah wadah penetasan. Artemia mempunyai sifat fototaksis positif yang akan bergerak menuju sumber cahaya.
3. Diamkan beberapa lama (kurang lebih 15-30 menit) sampai seluruh cyst yang telah menetas berkumpul didasar wadah.
4. Lakukan penyedotan dengan selang untuk mengambil artemia yang telah menetas dan ditampung dengan kain saringan yang diletakkan didalam wadah penampungan.
5. Bersihkan artemia yang telah dipanen dengan menggunakan air tawar yang bersih dan siap untuk diberikan kepada larva/benih ikan konsumsi/ikan hias.
7.3.3. Budidaya Rotifera
Peralatan dan wadah yang dapat digunakan dalam mengkultur pakan alami Rotifera ada beberapa macam. Jenis-jenis wadah yang dapat digunakan antara lain adalah bak semen, tanki plastik, bak beton, bak fiber dan kolam tanah. Sedangkan peralatan yang dibutuhkan untuk melakukan budidaya Rotifera antara lain adalah aerator/blower, selang aerasi, batu aerasi, selang air, timbangan, kantong plastik, tali rafia, saringan halus/seser, ember,gayung, gelas ukur kaca.
Pemilihan wadah yang akan digunakan dalam membudidayakan Rotifera sangat bergantung kepada tujuannya. Wadah yang terbuat dari bak semen, bak beton, bak fiber dan tanki plastik biasanya digunakan untuk membudidayakan Rotifera secara selektif yaitu membudidayakan pakan alami ditempat terpisah dari ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami. Sedangkan wadah budidaya kolam
tanah biasanya dilakukan untuk membudidayakan pakan alami nonselektif yaitu membudidayakan pakan alami secara bersama-sama
dengan ikan yang akan mengkomsumsi pakan alami tersebut.
Rotifera yang dipelihara didalam wadah pemeliharaan akan tumbuh dan berkembang oleh karena itu harus dipantau kepadatan populasi
Rotifera didalam wadah. Alat yang digunakan adalah gelas ukur kaca yang berfungsi untuk melihat kepadatan populasi Rotifera yang dibudidayakan didalam wadah pemeliharaan. Selain itu diperlukan juga seser atau saringan halus pada saat akan melakukan pemanenan Rotifera. Rotifera yang telah dipanen tersebut dimasukkan kedalam ember plastik untuk memudahkan dalam pengangkutan dan digunakan jugagayung plastik untuk mengambil media air budidaya Rotifera yang telah diukur kepadatannya.
Setelah berbagai macam peralatan dan wadah yang digunakan dalam membudidayakan pakan alami Rotifera diidentifikasi dan dijelaskan fungsi dan cara kerjanya , langkah selanjutnya adalah melakukan persiapan terhadap wadah tersebut. Langkah pertama adalah peralatan dan wadah yang akan digunakan ditentukan sesuai dengan skala produksi dan kebutuhan. Peralatan dan wadah disiapkan untuk digunakan dalam budidaya Rotifera. Wadah yang akan digunakan dibersihkan dengan menggunakan sikat dan diberikan desinfektan untuk menghindari terjadinya kontaminasi dengan mikroorganisme yang lain. Wadah yang telah dibersihkan
selanjutnya dapat diari dengan air bersih.
Wadah budidaya yang telah diairi dapat digunakan untuk memelihara Rotifera. Air yang dimasukkan kedalam wadah budidaya harus bebas dari kontaminan seperti pestisida, deterjen dan chlor. Air yang digunakan sebaiknya diberi oksigen dengan menggunakan aerator dan batu aerasi yang disambungkan dengan selang aerasi. Aerasi ini dapat digunakan pula untuk menetralkan chlor atau menghilangkan Carbondioksida didalam air. Kedalaman air didalam wadah budidaya yang optimum adalah 50 cm dan maksimum adalah 90 cm.
Langkah kerja dalam menyiapkan peralatan dan wadah kultur pakan alami Rotifera adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan dan sebutkan fungsi dan cara kerja peralatan tersebut!
2. Tentukan wadah yang akan digunakan untuk membudidayakan Rotifera !
3. Bersihkan wadah dengan menggunakan sikat dan disiram dengan air bersih, kemudian lakukan pensucihamaan wadah dengan menggunkan desinfektan sesuai dengan dosisnya.
4. Bilaslah wadah yang telah dibersihkan dengan menggunakan air bersih.
5. Pasanglah peralatan aerasi dengan merangkaikan antara aerator, selang aerasi dan batu aerasi, masukkan kedalam wadah budidaya. Ceklah keberfungsian peralatan tersebut dengan memasukkan kedalam arus listrik.
6. Masukkan air bersih yang tidak terkontaminasi kedalam wadah budidaya dengan menggunakan selang plastik dengan kedalaman air yang telah ditentukan, misalnya 50 cm.
Media seperti apakah yang dapat digunakan untuk tumbuh dan berkembang pakan alami Rotifera. Rotifera merupakan hewan air yang hidup diperairan tawar subtropik dan tropik baik di daerah danau, sungai dan kolam-kolam. Berdasarkan habitat alaminya pakan alami Rotifera ini dapat hidup pada perairan yang mengandung unsur hara. Unsur hara ini dialam diperoleh dari hasil dekomposisi nutrien yang ada didasar perairan. Untuk melakukan budidaya pakan alami diperlukan unsur hara tersebut didalam media budidaya. Unsur hara yang dimasukkan kedalam media tersebut pada umumnya adalah pupuk.
Jenis pupuk yang dapat digunakan sebagai sumber unsur hara pada media kultur pakan alami Rotifera adalah pupuk organik dan anorganik. Pemilihan antara kedua jenis pupuk tersebut sangat bergantung kepada ketersediaan pupuk tersebut dilokasi budidaya, dan kedua jenis pupuk tersebut dapat digunakan sebagai sumber unsur hara.
Jenis pupuk organik yang biasa digunakan adalah pupuk kandang, pupuk kandang adalah pupuk yang berasal dari campuran antara
kotoran hewan dengan sisa makanan dan alas tidur hewan tersebut. Campuran ini telah mengalami pembusukan sehingga sudah tidak berbentuk seperti semula. Pupuk kandang yang akan dipergunakan sebagai pupuk dalam media kultur pakan alami adalah pupuk kandang yang telah kering. Mengapa pupuk kandang yang digunakan harus yang kering ? Pupuk kandang yang telah kering sudah mengalami proses pembusukan secara sempurna sehingga secara fisik seperti warna, rupa, tekstur, bau dan kadar airnya tidak seperti bahan aslinya.
Pupuk kandang ini jenisnya ada beberapa macam antara lain adalah pupuk yang berasal dari kotoran hewan sapi, kerbau, kelinci, ayam, burung dan kuda. Dari berbagai jenis kotoran hewan tersebut yang biasa digunakan adalah kotoran ayam dan burung puyuh. Kotoran ayam dan burung puyuh yang telah kering ini digunakan dengan dosis sesuai kebutuhan.
Jenis pupuk anorganik juga bisa digunakan sebagai sumber unsur hara pada media kultur Rotifera jika pupuk kandang tidak terdapat
dilokasi tersebut.
Jenis pupuk anorganik yang biasa digunakan adalah pupuk yang mengandung unsur Nitrogen, Phosphat dan Kalium. Pupuk anorganik yang banyak mengandung unsur nitrogen dan banyak dijual dipasaran adalah urea, Zwavelzure Ammoniak (ZA), sedangkan unsur phosphat adalah Triple Superphosphat (TSP). Untuk lebih mudahnya saat ini juga sudah dijual pupuk majemuk yang mengandung unsur Nitrogen, Phosphate dan Kalium (NPK).
Pupuk yang dimasukkan kedalam media kultur pakan alami yang berfungsi untuk menumbuhkan bakteri, fungi, detritus dan beragam
phytoplankton sebagai makanan utama Rotifera. Dengan tumbuhnya pakan Rotifera di dalam media kultur maka pakan alami yang akan dipelihara di dalam wadah budidaya tersebut akan tumbuh dan berkembang.
Berapakah dosis pupuk yang harus ditebarkan kedalam media kultur pakan alami Rotifera ? Berdasarkan pengalaman beberapa pembudidaya dosis yang digunakan untuk pupuk kandang dari kotoran ayam sebanyak 500 gram/m3, sedangkan yang berasal dari kotoran burung puyuh adalah 1000 gram/m3, atau 1,0 gram/liter. Tetapi dosis pupuk kandang yang berasal dari kotoran burung puyuh berdasarkan hasil penelitian dan memberikan pertumbuhan populasi Rotifera pada hari ketujuh sebanyak 80 individu/liter.
Dosis yang digunakan untuk pupuk anorganik harus dihitung berdasarkan kebutuhan unsur hara yang dibutuhkan. Beberapa pembudidaya ada yang menggunakan pupuk nitrat dan phosphat sebagai unsur hara yang dimasukkan kedalam media kultur pakan alami. Dosis yang digunakan dihitung berdasarkan kandungan unsur hara yang terdapat dalam pupuk an organik, misalnya pupuk yang akan digunakan adalah urea dan ZA. Kadar unsur N dalam urea adalah 46%, artinya dalam setiap 100 kg urea mengandung unsur N sebanyak 46 kg. Untuk ZA kadar N nya 21% , artinya kadar N dalam pupuk ZA adalah 21 kg. Sedangkan pupuk kandang yang baik mengandung unsur N sebanyak 1,5– 2%. Oleh karena dalam menghitung jumlah pupuk anorganik yang dibutuhkan dalam media kultur pakan alami dilakukan perhitungan matematis. Misalnya kebutuhan urea adalah V1N1 = V2N2, 2X1,5=VX46, maka kebutuhan urea adalah 3 : 46 = 0,065 kg.
Pupuk yang telah ditentukan akan digunakan sebagai sumber unsur hara dalam media kultur pakan alami selanjutnya dihitung dan ditimbang sesuai dengan dosis yang dibutuhkan. Penimbangan dilakukan setelah wadah budidaya disiapkan. Kemudian pupuk tersebut dimasukkan kedalam kantong plastik atau karung plastik diikat dan di lubangi dengan menggunakan paku atau gunting agar pupuk tersebut dapat mudah larut didalam media kultur pakan alami Rotifera. Pupuk tersebut akan berproses didalam media dan akan tumbuh mikroorganisme sebagai makanan utama dari Rotifera. Waktu yang dibutuhkan oleh proses dekomposisi pupuk didalam media kultur pakan alami Rotifera ini berkisar antara 7 – 14 hari. Setelah itu baru bisa dilakukan penebaran bibit Rotifera
kedalam media kultur.
Selama dalam pemeliharaan harus terus dilakukan pemupukan susulan seminggu sekali dengan dosis setengah dari pemupukan awal. Pakan alami Rotifera mempunyai siklus hidup yang relatif singkat yaitu 4 – 12 hari. Oleh karena itu agar pembudidayaannya bisa berlangsung terus harus selalu diberikan pemupukan susulan. Dalam memberikan pemupukan susulan ini caranya hampir sama dengan pemupukan awal dan ada juga yang memberikan pemupukan susulannya dalam bentuk larutan pupuk yang dicairkan.
Parameter kualitas air didalam media kultur pakan alami Rotifera juga harus dilakukan pengukuran. Rotifera akan tumbuh dan berkembang pada media kultur yang mempunyai kandungan Oksigen terlarut sebanyak > 5 ppm, kandungan amonia < 1 ppm, suhu air berkisar antara 28 – 30 oC dan pH air antara 6 – 8.
Langkah kerja yang harus dilakukan pada pembuatan media budidaya Rotifera sama dengan budidaya Daphnia.
Ada beberapa langkah yang harus dilakukan sebelum melakukan inokulasi bibit pakan alami kedalam media kultur yaitu pertama melakukan identifikasi jenis bibit pakan alami Rotifera, kedua melakukan seleksi terhadap bibit pakan alami Rotifera, ketiga melakukan inokulasi bibit pakan alami sesuai dengan prosedur .
Identifikasi Rotifera perlu dilakukan agar tidak terjadi kesalahan dalam melakukan inokulasi. Rotifera merupakan salah satu jenis zooplankton yang hidup diperairan tawar didaerah tropis dan subtropis. Berdasarkan klasifikasinya Rotifera sp dapat dimasukkan kedalam :
Filum : Rotifera
Kelas : Monogononta
Ordo : Ploima
Famili : Brachionidae
Subfamili : Brachioninae
Genus : Brachionus
Spesies : Brachionus
calyciflorus
Morfologi Rotifera dapat dilihat secara langsung dibawah mikroskop, ciri khas nya yang sangat mudah untuk dikenali adalah adanya corona atau semacam selaput yang dikelilingi cilia yang mencolok disekitar mulutnya. Lingkaran cilia dibagian anterior terdapat diatas pedestal yang terbagi dua yang disebut trocal disk. Gerakan membranela pada trochal disk seperti dua roda yang berputar. Trochal disk digunakan untuk berenang dan makan.
Tubuh Rotifera umumnya transparan, beberapa berwarna hijau, merah atau coklat yang disebabkan oleh warna makanan yang ada disekitar saluran pencernaannya. Tubuh terbagi atas tiga bagian yaitu bagian kepala yang pendek, badan yang besar dan kaki atau ekor. Bentuk tubuh agak panjang dan silindris. Pada kepala terdapat corona yang berguna sebagai alat untuk mengalirkan makanan, organ perasa atau peraba dan bukaan mulut.
Rongga badan berisi cairan tubuh dan terdapat beberapa organ tubuh, yaitu saluran pencernaan yang terdiri dari mastax dengan kelenjar ludah, oesophagus, lambung dengan kelenjar perut dan usus. Organ ekresi, organ genital meliputi germanium atau ovari dan vitellarium. Sejumlah otot-otot melingkar dan membujur yang meluas sampai ke kepala dan kaki. Kepala dan badan tidak jelas batasnya, kaki ramping dan ujung kaki mengecil, pada ujung kaki terdapat dua ruas semu atau lebih bahkan kadang-kadang tidak terlihat karena ditarik kedalam tubuh atau mengkerut dan adakalanya tidak. Kaki yang beruas semu mempunyai dua jari dan mengandung kelenjar kaki yang bermuara di ujung jari.
Badan Brachionus dilapisi kutikula yang membentuk lapisan agak tebal dan kaku yang disebut lorica. Ukuran lorica berbeda-beda untuk setiap spesies yang sama pada habitat berbeda. Rata-rata lebar lorica Brachionus calyciflorus bervariasi antara 124 – 300 mikron. Panjang tubuh berkisar antara 200 – 500 μm . Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.23.


Langkah selanjutnya setelah dapat mengidentifikasi jenis Rotifera yang akan ditebar kedalam media kultur adalah melakukan pemilihan terhadap bibit Rotifera. Pemilihan bibit Rotifera yang akan ditebar kedalam media kultur harus dilakukan dengan tepat. Bibit yang akan ditebar kedalam media kultur harus yang sudah dewasa. Rotifera dewasa berukuran 2,5 mm, anak pertama sebesar 0,8 mm dihasilkan secara parthenogenesis. Ukuran badan dan nilai kalori rotifer berdasarkan volume dan bobot dapat dilihat pada tabel 7.9.

Perkembangbiakan Rotifera di dalam media kultur dapat dilakukan dengan dua cara yaitu secara sexual dan asexual. Perkembangbiakan secara asexual (tidak kawin) yang disebut dengan Parthenogenesis terjadi dalam keadaan normal. Sifat yang khas pada rotifera adalah adanya dua tipe jenis betina yaitu betina miktik dan amiktik. Betina amiktik menghasilkan telur yang akan berkembang menjadi betina amiktik pula. Tetapi dalam keadaan lingkungan yang kurang menguntungkan (tidak normal) seperti terjadi perubahan salinitas, suhu air dan kualitas pakan, maka telur betina amiktik tersebut dapat menetas menjadi betina miktik.
Betina miktik ini akan menghasilkan telur yang akan berkembang menjadi jantan. Bila jantan dan betina miktik tersebut kawin, maka betina miktik akan menghasilkan telur dorman (dorman egg) dengan cangkang yang keras dan tebal yang tahan terhadap kondisi perairan yang jelek dan kekeringan, dan dapat menetas bila keadaan perairan telah normal kembali. Lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.24.


Rotifera mempunyai umur hidup yang relatif singkat yaitu antara 4 – 19 hari. Menurut beberapa ahli 24 jam setelah menetas Brachionus muda telah menjadi dewasa dan dapat menghasilkan telur 2 sampai 3 butir. Hal ini telah diperkuat oleh peneliti bahwa jumlah telur yang dihasilkan oleh induk betina Brachionus calyciflorus yang dikultur secara khusus di laboratorium adalah rata-rata 3 – 6 butir.
Sedangkan pengetahuan tentang jumlah telur yang dihasilkan oleh betina miktik masih sedikit sekali, tetapi diduga tidak jauh berbeda dari
jumlah telur yang dihasilkan oleh betina amiktik.
Setelah dapat membedakan antara individu Rotifera yang telur, anak, remaja dan dewasa maka selanjutnya adalah memilih individu yang dewasa sebagai calon bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur. Jumlah bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur
sangat bergantung kepada volume media kultur . Padat penebaran bibit yang akan diinokulasi kedalam media kultur biasanya adalah 20 – 25 individu perliter.
Cara yang dilakukan dalam melakukan inokulasi adalah dengan menebarkannya secara hati-hati kedalam media kultur sesuai dengan
padat tebar yang telah ditentukan. Penebaran bibit Rotifera ini sebaiknya dilakukan pada saat suhu perairan tidak terlalu tinggi yaitu pada pagi dan sore hari.
Langkah kerja dalam menebar bibit pakan alami rotifera adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan inokulasi/penanaman bibit pakan alami Rotifera!
2. Siapkan mikroskop dan peralatannya untuk mengidentifikasi jenis Rotifera yang akan dibudidayakan!
3. Ambillah seekor Rotifera dengan menggunakan pipet dan letakkan diatas objec glass, dan teteskan formalin agar individu tersebut tidak bergerak !
4. Letakkan objec glass dibawah mikroskop dan amati morfologi Rotifera serta cocokkan dengan gambar 6.
5. Lakukan pengamatan terhadap individu Rotifera beberapa kali ulangan agar dapat membedakan tahapan stadia pada Rotifera yang sedang diamati dibawah mikroskop !
6. Hitunglah panjang tubuh individu Rotifera dewasa beberapa ulangan dan perhatikan ukuran tersebut dengan kasat mata!
7. Lakukanlah pemilihan bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur d an letakkan dalam wadah yang terpisah!
8. Tentukan padat penebaran yang akan digunakan dalam budidaya pakan alami Rotifera tersebut sebelum dilakukan penebaran.
9. Hitunglah jumlah bibit yang akan ditebar tersebut sesuai dengan point 8.
10. Lakukan penebaran bibit pakan alami Rotifera pada pagi atau sore hari dengan cara menebarkannya secara perlahan-lahan kedalam media kultur.
Pemupukan susulan pada budidaya rotifera dilakukan sama dengan budidaya daphnia. Frekuensi pemupukan susulan ditentukan dengan melihat sample air didalam media kultur , parameter yang mudah dilihat adalah jika transparansi kurang dari 0,3 m didalam media kultur. Hal ini dapat dilihat dari warna air media yang berwarna keruh atau warna tehbening. Jika hal tersebut terjadi segera dilakukan pemupukan susulan. Jenis pupuk yang digunakan sama dengan pemupukan awal.
Mengapa pertumbuhan populasi pakan alami Rotifera harus dipantau ? Kapan waktu yang tepat dilakukan pemantauan populasi pakan alami Rotifera yang dibudidayakan didalam media kultur ? Bagaimana kita menghitung kepadatan populasi pakan alami Rotifera didalam media kultur ? Mari kita jawab pertanyaan-pertanyaan tersebut dengan mempelajari beberapa referensi tentang hal tersebut atau dari majalah dan internet yang dapat menjawabnya. Didalam handout ini akan diuraikan secara singkat tentang pertumbuhan Rotifera, menghitung kepadatan populasi dan waktu pemantauannya.
Rotifera yang dipelihara dalam media kultur yang tepat akan mengalami pertumbuhan yang cepat. Secara biologis Rotifera akan
tumbuh dewasa pada umur satu hari (24 jam setelah menetas), jika pada saat inokulasi yang ditebarkan adalah bibit Rotifera yang dewasa
maka dalam waktu dua hari bibit Rotifera tersebut sudah mulai beranak, karena periode maturasi Rotifera pada media yang mempunyai suhu 25 oC adalah satu hari. Jumlah telur yang dikeluarkan dari satu induk bibit Rotifera adalah sebanyak 2 – 3 butir. Daur hidup Rotifera adalah 6 – 19 hari dan Rotifera menjadi dewasa hanya dalam waktu satu hari, sehingga bisa diperhitungkan prediksi populasi Rotifera didalam media kultur.
Berdasarkan siklus hidup Rotifera maka kita dapat menentukan waktu yang tepat untuk dilakukan pemanenan sesuai dengan kebu
tuhan larva atau benih ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami Rotifera. Ukuran Rotifera yang dewasa dan anak-anak berbeda
oleh karena itu perbedaan ukuran tersebut sangat bermanfaat bagi ikan yang akan mengkonsumsi dan disesuaikan dengan ukuran bukaan mulut larva.
Pemantauan pertumbuhan pakan alami Rotifera di media kultur harus dilakukan agar tidak terjadi kepadatan populasi yang mengakibatkan tingkat kematian yang tinggi didalam media. Hal tersebut diakibatkan oleh kurangnya oksigen didalam media kultur.
Tingkat kepadatan populasi yang maksimal didalam media kultur adalah 80 individu permililiter, walaupun ada juga yang mencapai kepadatan 120 – 150 individu permililiter.
Untuk mengukur tingkat kepadatan populasi Rotifera didalam media kultur dilakukan dengan cara sampling beberapa titik dari media, minimal tiga kali sampling. Sampling dilakukan dengan cara mengambil air media kultur yang berisi Rotifera dengan menggunakan baker glass atau erlemeyer. Hitunglah jumlah Rotifera yang terdapat dalam botol contoh tersebut, data tersebut dapat dikonversikan dengan volume media kultur.
Langkah Kerja dalam memantau pertumbuhan populasi pakan alami Rotifera adalah sebagai berikut :
1. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan sebelum melakukan pemantauan pertumbuhan populasi pakan alami Rotifera.
2. Tentukan waktu pemantauan kepadatan populasi sesuai dengan prediksi tingkat pertumbuhan Rotifera di media kultur.
3. Ambillah sampel air dimedia kultur dengan menggunakan baker glass/erlemeyer, amati dengan seksama dan teliti !
4. Hitunglah jumlah Rotifera yang terdapat dalam baker glass tersebut !
5. Lakukanlah kegiatan tersebut minimal tiga kali ulangan dan catat apakah terjadi perbedaan nilai pengukuran dari ketiga lokasi yang berbeda.
6. Hitunglah rata-rata nilai populasi dari ketiga sampel yang berbeda lokasi. Nilai rata-rata ini akan dipergunakan untuk menghitung kepadatan populasi pakan alami Rotifera di media kultur.
7. Catat volume air sampel dan jumlah Rotifera dari data point 6, lakukan konversi nilai perhitungan tersebut untuk menduga kepadatan populasi pakan alami Rotifera didalam media kultur.
Pemanenan pakan alami Rotifera ini dapat dilakukan setiap hari atau seminggu sekali atau dua minggu sekali. Hal tersebut bergantung kepada kebutuhan suatu usaha terhadap ketersediaan pakan alami Rotifera.
Pemanenan pakan alami Rotifera yang dilakukan setiap hari biasanya jumlah yang dipanen adalah kurang dari 20% . Pemanenan Rotifera dapat juga dilakukan seminggu sekali atau dua minggu sekali sangat bergantung kepada kelimpahan populasi Rotifera di
dalam media kultur.
Untuk menghitung kepadatan Rotifera pada saat akan dilakukan pemanenan, dapat dilakukan tanpa menggunakan alat pembesar atau mikroskop. Rotifera diambil dari dalam wadah, yang telah diaerasi agak besar sehingga Rotifera merata berada di seluruh kolom air, dengan memakai gelas piala volume 100 ml. Rotifera dan air di dalam gelas piala selanjutnya dituangkan secara perlahan-lahan sambil dihitung jumlah Rotifera yang keluar bersama air.
Apabila jumlah Rotifera yang ada sangat banyak, maka dari gelas piala 100 ml dapat diencerkan, caranya adalah dengan menuangkan kedalam gelas piala 1000 ml dan ditambah air hingga volumenya 1000 ml.Dari gelas 1000 ml, lalu diambil sebanyak 100 ml.
Rotifera yang ada dihitung seperti cara diatas, lalu kepadatan di dalam wadah budidaya dapat diketahui dengan cara mengalikan 10 kali jumlah didalam gelas 100 ml. Sebagai contoh, apabila di dalam gelas piala 100 ml terdapat 200 ekor Rotifera, maka kepadatan Rotifera diwadah budidaya adalah 10 X 200 ekor = 2000 individu per 100 ml.
Pemanenan Rotifera dapat dilakukan berdasarkan siklus reproduksinya, dimana Rotifera akan menjadi dewasa pada umur
satu hari dan dapat bertelur setiap hari, maka dapat dipredeksi kepadatan populasi Rotifera didalam media kultur jika padat tebar awal
dilakukan pencatatan. Rotifera dapat berkembangbiak tanpa kawin dan usianya relative singkat yaitu 6 – 19 hari.
Pemanenan dapat dilakukan pada hari ke empat – sembilan jika populasinya sudah mencukupi, pemanenan tersebut dilakukan
dengan cara menggunakan seser halus. Waktu pemanenan dilakukan pada pagi hari disaat matahari terbit, pada waktu tersebut Rotifera akan banyak mengumpul dibagian permukaan media untuk mencari sinar. Dengan tingkahlakunya tersebut akan sangat mudah bagi para pembudidaya untuk melakukan pemanenan. Rotifera yang baru dipanen tersebut dapat digunakan langsung untuk konsumsi larva atau benih ikan.
Rotifera yang sudah dipanen tersebut dapat tidak secara langsung diberikan pada larva dan benih ikan hias yang dibudidayakan tetapi dilakukan penyimpanan. Cara penyimpanan Rotifera yang dipanen berlebih dapat dilakukan pengolahan Rotifera segar menjadi
beku . Proses tersebut dilakukan dengan menyaring Rotifera dengan air dan Rotiferanya saja yang dimasukkan dalam wadah plastic dan disimpan didalam lemari pembeku (Freezer).
Langkah kerja dalam melakukan pemanenan rotifera dilakukan sama dengan pemanenan pada Daphnia, yang membedakan adalah waktu pemanenan dan jumlah rotifera yang akan dipanen setiap hari.
7.4. BUDIDAYA BENTHOS
Jenis organisma yang dapat digunakan sebagai pakan alami bagi ikan konsumsi dan ikan hias yang termasuk kedalam kelompok Benthos adalah cacing rambut. Cacing rambut sangat banyak diberikan untuk ikan hias dan ikan konsumsi karena mengandung nutrisi yang cukup tinggi untuk pertumbuhan dan perkembangan ikan yang dibudidayakan.
Dalam membudidayakan cacing rambut prosedur yang dilakukan hampir sama dalam membudidayakan pakan alami sebelumnya. Kegiatan budidaya cacing rambut ini dimulai dari persiapan peralatan dan wadah, penyiapan media kultur, penanaman
bibit, pemberian pupuk susulan, pemantauan pertumbuhan dan pemanenan cacing rambut. Oleh karena itu semua kegiatan tersebut akan diuraikan didalam buku ini.
Peralatan dan wadah yang dapat digunakan dalam mengkultur pakan alami Tubifex ada beberapa macam. Jenis-jenis wadah yang dapat digunakan antara lain adalah bak platik, bak semen, tanki plastik, bak beton, bak fiber ,kolam tanah dan saluran air. Sedangkan peralatan yang dibutuhkan untuk melakukan budidaya Tubifex antara lain adalah selang air, timbangan, saringan halus/seser, ember,gayung.
Pemilihan wadah yang akan digunakan dalam membudidayakan Tubifex sangat bergantung kepada tujuannya. Wadah yang terbuat dari bak semen, bak beton, bak fiber dan tanki plastik biasanya digunakan untuk membudidayakan Tubifex secara selektif yaitu membudidayakan pakan alami ditempat terpisah dari ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami.
Pada budidaya tubifex fungsi aerator dapat digantikan dengan mengalirkan air secara kontinue kedalam wadah pemeliharaan. Debit air yang masuk kedalam wadah pemeliharaan adalah 900 ml/menit.
Selang air digunakan untuk memasukkan air bersih dari tempat penampungan air kedalam wadah budidaya. Peralatan ini digunakan
juga untuk mengeluarkan kotoran dan air pada saat dilakukan pemeliharaan. Dengan menggunakan selang air akan memudahkan dalam melakukan penyiapan wadah sebelum digunakan untuk budidaya.
Setelah berbagai macam peralatan dan wadah yang digunakan dalam membudidayakan pakan alami Tubifex diidentifikasi dan dijelaskan fungsi dan cara kerjanya , langkah selanjutnya adalah melakukan persiapan terhadap wadah tersebut.
Wadah budidaya yang telah diairi dapat digunakan untuk memelihara Tubifex. Air yang dimasukkan kedalam wadah budidaya harus bebas dari kontaminan seperti pestisida, deterjen dan chlor. Kedalaman media didalam wadah budidaya yang optimum adalah 10 cm dan maksimum adalah 20 cm. Kedalaman media dalam wadah budidaya berdasarkan habitat asli di alamnya hidup pada daerah yang mengandung lumpur dengan distribusi pada daerah permukaan substrat pada kedalaman tertentu. Berdasarkan hasil peneltian tubifex yang berukuran juwana dengan berat kurang dari 0,1 mg umumnya terdapat pada kedalaman 0 – 2 cm, cacing muda yang mempunyai berat 0,1 – 5,0 mg pada kedalaman 0 – 4 cm, sedangkan cacing dewasa yang mempunyai berat 5,0 mg pada kedalaman 2 – 4 cm.
Media seperti apakah yang dapat digunakan untuk tumbuh dan berkembang pakan alami Tubifex. Tubifex merupakan hewan air yang hidup diperairan tawar subtropik dan tropik baik di daerah danau, sungai dan kolam-kolam. Berdasarkan habitat alaminya pakan alami Tubifex ini merupakan organisme yang hidup didasar perairan yang banyak mengandung detritus dan mikroorganik lainnya. Tubifex ini biasanya dapat hidup pada perairan yang banyak mengandung bahan organik. Bahan organik yang terdapat didalam perairan biasanya berasal dari dekomposisi unsur hara. Unsur hara ini dialam diperoleh dari hasil dekomposisi nutrien yang ada didasar perairan. Untuk melakukan budidaya pakan alami diperlukan unsur hara tersebut didalam media budidaya. Unsur hara yang dimasukkan kedalam media tersebut pada umumnya adalah pupuk.
Pupuk yang terdapat dialam ini dapat dikelompokkan menjadi dua yaitu pupuk organik dan pupuk anorganik. Pupuk organik adalah pupuk yang berasal dari kotoran hewan, sisa tanaman, limbah rumah tangga. Sedangkan pupuk anorganik adalah pupuk yang berasal dari bahan kimia dasar yang dibuat secara pabrikasi atau yang berasal dari hasil tambang, seperti Nitrat, Fosfat (Duperfosfat/DS, Triple Superfosfat/ TSP, Superphosphat 36, Fused Magnesium Phospate/FMP), Silikat, natrium, Nitrogen (Urea, Zwavelzure amoniak/ZA, Amonium nitrat, Amonium sulfanitrat) dan lain-lain.
Jenis pupuk yang dapat digunakan sebagai sumber unsur hara pada media kultur pakan alami Tubifex adalah pupuk organik dan anorganik. Pemilihan antara kedua jenis pupuk tersebut sangat bergantung kepada ketersediaan pupuk tersebut dilokasi budidaya, dan kedua jenis pupuk tersebut dapat digunakan sebagai sumber unsur hara.
Jenis pupuk organik yang biasa digunakan adalah pupuk kandang, pupuk kandang adalah pupuk yang berasal dari campuran antara kotoran hewan dengan sisa makanan dan alas tidur hewan tersebut. Campuran ini telah mengalami pembusukan sehingga sudah tidak berbentuk seperti semula. Pupuk kandang yang akan dipergunakan sebagai pupuk dalam media kultur pakan alami adalah pupuk kandang yang telah kering. Mengapa pupuk kandang yang digunakan harus yang kering ? Pupuk kandang yang telah kering sudah mengalami proses pembusukan secara sempurna sehingga secara fisik seperti warna, rupa, tekstur, bau dan kadar airnya tidak seperti bahan aslinya.
Pupuk kandang ini jenisnya ada beberapa macam antara lain adalah pupuk yang berasal dari kotoran hewan sapi, kerbau, kelinci, ayam, burung dan kuda. Dari berbagai jenis kotoran hewan tersebut yang biasa digunakan adalah kotoran ayam dan burung puyuh. Kotoran ayam dan burung puyuh yang telah kering ini digunakan dengan dosis sesuai kebutuhan.
Pupuk yang dimasukkan ke dalam media kultur pakan alami yang berfungsi untuk menumbuhkan bakteri, fungi, detritus dan beragam phytoplankton sebagai makanan utama Tubifex. Dengan tumbuhnya pakan Tubifex di dalam media kultur maka pakan alami yang akan
dipelihara didalam wadah budidaya tersebut akan tumbuh dan berkembang.
Berapakah dosis pupuk yang harus ditebarkan kedalam media kultur pakan alami Tubifex ? Berdasarkan pengalaman beberapa pembudidaya dosis yang digunakan untuk pupuk kandang dari kotoran ayam sebanyak 50% dari jumlah media yang akan dibuat. Jika jumlah media yang dibuat sebanyak 500 gram maka jumlah pupuknya adalah 250 gram. Kemudian pupuk tersebut dimasukkan kedalam wadah budidaya dicampur dengan lumpur kolam dengan perbandingan satu banding satu. Pupuk tersebut akan berproses didalam media dan akan tumbuh mikroorganisme sebagai makanan utama dari Tubifex. Waktu yang dibutuhkan oleh proses dekomposisi pupuk didalam media kultur pakan alami Tubifex ini berkisar antara 2-7 hari. Setelah itu baru bisa dilakukan penebaran bibit Tubifex kedalam media kultur.
Selama dalam pemeliharaan harus terus dilakukan pemupukan susulan seminggu sekali dengan dosis 9% pemupukan awal. Berdasarkan hasil penelitian Yuherman (1987) pemupukan susulan dengan dosis 75% dari pemupukan awal setelah 10 hari inokulasi dapat memberikan pertumbuhan yang optimal pada tubifex. Pakan alami Tubifex mempunyai siklus hidup yang relatif singkat yaitu 50 – 57 hari. Oleh karena itu agar pembudidayaannya bisa berlangsung terus harus selalu diberikan pemupukan susulan. Dalam memberikan pemupukan susulan ini caranya hampir sama dengan pemupukan awal dan ada juga yang memberikan pemupukan susulannya dalam bentuk larutan pupuk yang dicairkan.
Parameter kualitas air didalam media kultur pakan alami Tubifex juga harus dilakukan pengukuran. Tubifex akan tumbuh dan berkembang pada media kultur yang mempunyai kandungan Oksigen terlarut berkisar antara 2,75 – 5 ppm dan jika kandungan oksigen terlarut > 5 ppm dapat meningkatkan pertumbuhan tubifek, kandungan amonia < 1 ppm, suhu air berkisar antara 28 – 30 oC dan pH air antara 6 – 8.
Ada beberapa langkah yang harus dilakukan sebelum melakukan inokulasi bibit pakan alami kedalam media kultur yaitu pertama melakukan identifikasi jenis bibit pakan alami Tubifex, kedua melakukan seleksi terhadap bibit pakan alami Tubifex, ketiga melakukan inokulasi bibit pakan alami sesuai dengan prosedur .
Identifikasi Tubifex perlu dilakukan agar tidak terjadi kesalahan dalam melakukan inokulasi. Tubifex merupakan salah satu jenis Benthos yang hidup didasar perairan tawar didaerah tropis dan subtropis. Berdasarkan klasifikasinya Tubifex sp dapat dimasukkan kedalam :
Filum : Annelida
Kelas : Oligochaeta
Ordo : Haplotaxida
Famili : Tubificidae
Genus : Tubifex
Spesies : Tubifex sp.
Morfologi Tubifex dapat dilihat secara langsung dibawah mikroskop, ciri khasnya yang sangat mudah untuk dikenali adalah adanya
tubuhnya berwarna merah kecoklatan karena banyak mengandung haemoglobin. Tubuh terdiri dari beberapa segmen berkisar antara 30 – 60 segmen. Pada setiap segmen di bagian punggung dan perut akan keluar seta dan ujungnya bercabang dua tanpa rambut. Bentuk tubuh agak panjang dan silindris mempunyai dinding yang tebal terdiri dari dua lapis otot yang membujur dan melingkar sepanjang tubuhnya. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.25.

Langkah selanjutnya setelah dapat mengidentifikasi jenis Tubifex yang akan ditebar kedalam media kultur adalah melakukan pemilihan
terhadap bibit Tubifex. Pemilihan bibit Tubifex yang akan ditebar kedalam media kultur harus dilakukan dengan tepat. Bibit yang akan ditebar kedalam media kultur harus yang sudah dewasa. Tubifex dewasa berukuran 30 mm, anak pertama sebesar 0,8 mm dihasilkan secara hermaprodit.
Perkembangbiakan Tubifex di dalam media kultur dapat dilakukan dengan cara asexual yaitu pemutusan ruas tubuh dan pembuahan sendiri (Hermaphrodit). Telur cacing rambut dihasilkan didalam kokon yaitu suatu bangunan yang berbentuk bulat telur, panjang 1,0 mm dan garis tengahnya 0,7 mm. Kokon ini dibentuk oleh kelenjar epidermis dari salah satu segmen tubuhnya yang disebut klitelum. Telur yang terdapat didalam kokon ini akan mengalami proses metamorfosis dan akan mengalami pembelahan sel seperti pada umumnya perkembangbiakan embrio didalam telur yang dimulai dari stadia morula, blastula dan gastrula. Telur yang terdapat didalam kokon ini akan menetas menjadi embrio yang sama persis dengan induknya hanya ukurannya lebih kecil. Proses perkembangbiakan embrio didalam
kokon ini biasanya berlangsung selama 10 – 12 hari jika suhu didalam media pemeliharaan berkisar antara 24 – 25 oC.
Induk tubifex yang dapat menghasilkan kokon dan mengeluarkan telur yang menetas menjadi tubifex mempunyai usia sekitar 40 – 45 hari. Jumla telur dalam setiap kokon berkisar antara 4 – 5. Waktu yang dibutuhkan untuk proses perkembangbiakan telur didalam kokon sampai menetas menjadi embrio tubifex membutuhkan waktu sekitar 10 – 12 hari. Jadi daur hidup cacing rambut dari telur , menetas dan menjadi dewasa serta mengeluarkan kokon dibutuhkan waktu sekitar 50 – 57 hari. Lebih jelasnya dapat dilihat pada Gambar 7.26.


Setelah dapat membedakan antara individu Tubifex yang bertelur, anak, remaja dan dewasa maka selanjutnya adalah memilih individu
yang dewasa sebagai calon bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur. Jumlah bibit yang akan ditebarkan kedalam media kultur sangat bergantung kepada volume media kultur . Padat penebaran bibit yang akan diinokulasi kedalam media kultur biasanya adalah 2 gram permeter persegi.
Cara yang dilakukan dalam melakukan inokulasi adalah dengan menebarkannya secara hati-hati kedalam media kultur sesuai dengan
padat tebar yang telah ditentukan. Penebaran bibit Tubifex ini sebaiknya dilakukan pada saat suhu perairan tidak terlalu tinggi yaitu pada pagi dan sore hari.
Setelah dilakukan penebaran bibit didalam media pemeliharaan harus dilakukan pemupukan susulan. Pemupukan susulan adalah
pemupukan yang dimasukkan kedalam media kultur selama pemeliharaan pakan alami Tubifex dengan dosis 9 % dari dosis pemupukan pertama yang sangat bergantung kepada kondisi media kultur. Pemupukan tersebut sangat berguna bagi pertumbuhan detritus, fungi dan bakteri yang merupakan makanan utama dari pakan alami Tubifex.
Selama dalam pemeliharaan tersebut harus terus dilakukan pemupukan susulan seminggu sekali atau dua minggu sekali dengan dosis yang bergantung kepada kondisi media kultur , biasanya dosis yang digunakan adalah 9% dari pemupukan awal. Pakan alami Tubifex mempunyai siklus hidup yang relatif singkat yaitu 50 – 57 hari. Oleh karena itu agar pembudidayaannya bisa berlangsung terus menerus harus selalu diberikan pemupukan susulan. Dalam memberikan pemupukan susulan ini caranya hampir sama dengan pemupukan awal dan ada juga yang memberikan pemupukan susulannya dalam bentuk larutan pupuk yang dicairkan.
Fungsi utama pemupukan susulan adalah untuk menumbuhkan pakan yang dibutuhkan oleh Tubifex agar tumbuh dan berkembang. Berdasarkan kebutuhan pakan bagi Tubifex tersebut maka prosedur yang dilakukan dalam memberikan pemupukan susulan ada dua cara . Pertama adalah dengan menebarkan secara merata kedalam media pemeliharaan sejumlah pupuk yang sudah ditimbang sesuai dengan dosis pemupukan susulan. Kedua adalah dengan cara membuat larutan pupuk didalam wadah yang terpisah dengan wadah budidaya, larutan pupuk tersebut dialirkan keseluruh permukaan media pemeliharaan ,dengan dosis yang telah ditentukan.
Frekuensi pemupukan susulan ditentukan dengan melihat sample air didalam media kultur , parameter yang mudah dilihat adalah jika warna media pemeliharaan sudah terang didalam media kultur. Hal ini dapat dilihat dari warna air media yang berwarna keruh atau warna teh bening. Jika hal tersebut terjadi segera dilakukan pemupukan susulan. Jenis pupuk yang digunakan sama dengan pemupukan awal.
Mengapa pertumbuhan populasi pakan alami Tubifex harus dipantau ? Kapan waktu yang tepat dilakukan pemantauan populasi pakan alami Tubifex yang dibudidayakan didalam media kultur ? Bagaimana kita menghitung kepadatan populasi pakan alami Tubifex didalam media kultur ? Mari kita jawab pertanyaan-pertanyaan tersebut dengan mempelajari buku ini selanjutnya. Didalam buku ini akan diuraikan secara singkat tentang pertumbuhan Tubifex, menghitung kepadatan populasi dan waktu pemantauannya.
Tubifex yang dipelihara dalam media kultur yang tepat akan mengalami pertumbuhan yang cepat. Secara biologis Tubifex akan tumbuh dewasa pada umur 40 – 45 hari, jika pada saat inokulasi yang ditebarkan adalah bibit Tubifex yang dewasa maka dalam waktu sepuluh
sampai duabelas hari bibit Tubifex tersebut sudah mulai bertelur pada media yang mempunyai suhu 24 – 25 oC. Jumlah telur yang dikeluarkan dari satu induk Tubifex sangat bergantung kepada jumlah kokon yang dihasilkan pada setiap induk. Kokon ini akan terbentuk pada salah satu segmen tubuh induk tubifex. Daur hidup Tubifex adalah 50 – 57 hari dan Tubifex menjadi dewasa dalam waktu empat puluh hari, sehingga bisa diperhitungkan prediksi populasi Tubifex didalam media kultur.
Berdasarkan siklus hidup Tubifex maka kita dapat menentukan waktu yang tepat untuk dilakukan pemanenan sesuai dengan kebutuhan larva atau benih ikan yang akan mengkonsumsi pakan alami Tubifex. Ukuran Tubifex yang dewasa dan anak-anak berbeda oleh karena itu perbedaan ukuran tersebut sangat bermanfaat bagi ikan yang akan mengkonsumsi dan disesuaikan dengan ukuran bukaan mulut larva.
Pemantauan pertumbuhan pakan alami Tubifex di media kultur harus dilakukan agar tidak terjadi kapadatan populasi yang mengakibatkan tingkat kematian yang tinggi didalam media. Hal tersebut diakibatkan oleh kurangnya oksigen didalam media kultur. Tingkat kepadatan populasi yang maksimal didalam media kultur adalah 30 – 50 gram permeterpersegi, walaupun ada juga
yang mencapai kepadatan 120 – 150 gram permeterpersegi. Untuk mengukur tingkat kepadatan populasi Tubifex didalam media
kultur dilakukan dengan cara sampling beberapa titik dari media, minimal tiga kali sampling. Sampling
dilakukan dengan cara mengambil air media kultur yang berisi Tubifex dengan menggunakan baker glass atau erlemeyer. Hitunglah jumlah Tubifex yang terdapat dalam botol contoh tersebut, data tersebut dapat dikonversikan dengan volume media kultur.
Pemanenan pakan alami Tubifex dapat dilakukan setelah pemeliharaan selama dua bulan setelah itu pemanenen dapat
dilakukan setiap dua minggu biasanya jumlah yang dipanen adalah kurang dari 50% .Pemanenan Tubifex dapat juga dilakukan seminggu sekali atau dua minggu sekali sangat bergantung kepada kelimpahan populasi Tubifex di dalam media kultur. Pada saat pemanenan sebaiknya wadah budidaya tubifex tersebut ditututp terlebih dahulu selama 6 jam untuk memudahkan pemanenan, karena dengan penutupan selama 6 jam tubifex akan keluar secara perlahanlahan dari lumpur tempatnya bersembunyi membenamkan sebagian tubuhnya tersebut. Untuk menghitung kepadatan Tubifex pada saat akan dilakukan pemanenan, dapat dilakukan tanpa menggunakan alat pembesar atau mikroskop. Tubifex diambil dari dalam wadah pemeliharaan dan ditimbang jumlah tubifex yang diambil setelah itu dapat dihitung jumlah individu pergramnya dengan melakukan perhitungan matematis.
Pemanenan Tubifex dapat dilakukan berdasarkan siklus reproduksinya, dimana Tubifex akan menjadi dewasa pada umur empat puluh
sampai empat puluh lima hari dan dapat bertelur setelah sepuluh sampai duabelas hari, maka dapat dipredeksi kepadatan populasi Tubifex didalam media kultur jika padat tebar awal dilakukan pencatatan. Tubifex dapat berkembang iak tanpa kawin dan usianya relative singkat yaitu 50–57 hari.
Pemanenan dapat dilakukan pada hari ke limapuluh sampai limapuluh tujuh jika populasinya sudah mencukupi, pemanenan tersebut dilakukan dengan cara menggunakan seser halus. Waktu pemanenan dilakukan pada pagi hari disaat matahari terbit, pada waktu tersebut Tubifex akan banyak mengumpul dibagian permukaan media untuk mencari sinar. Dengan tingkahlakunya tersebut akan sangat mudah bagi para pembudidaya untuk melakukan pemanenan. Tubifex yang baru dipanen tersebut dapat digunakan langsung untuk konsumsi larva atau benih ikan.
Tubifex yang sudah dipanen tersebut dapat tidak secara langsung diberikan pada larva dan benih ikan hias yang dibudidayakan tetapi dilakukan penyimpanan. Cara penyimpanan Tubifex yang dipanen berlebih dapat dilakukan pengolahan Tubifex segar menjadi beku. Proses tersebut dilakukan dengan menyaring Tubifex dengan air dan Tubifexnya saja yang dimasukkan dalam wadah plastic dan disimpan didalam lemari pembeku (Freezer).
Untuk melakukan budidaya tubifek secara skala kecil dapat dilakukan dengan menggunakan wadah yang terbuat dari bak plastik dengan langkah kerja sebagai berikut :
1. Pembuatan wadah budidaya dengan menggunakan bak kayu yang terbuat dari kayu yang dilapisi plasti dengan ukuran misalnya 100 cm X 50 cm X 10 cm.
2. Masukkan media kedalam wadah budidaya tubifex dengan kedalaman media 5 cm, media ini terbuat dari lumpur dan pupuk kandang dengan perbandingan lumpur dan pupuk kandang adalah 1 : 1.
3. Masukkan air kedalam wadah yang telah berisi media tersebut, kedalaman air dalam wadah budidaya adalah 2 cm dan buatlah sistem air mengalir pada wadah budidaya dengan debit air berkisar 900 ml/menit.
4. Biarkan media tersebut selama 5–7 hari agar terjadi proses pembusukan didalam wadah budidaya dan akan tumbuh detritus dan mikroorganisme lainnya sebagai makanan untuk tubifex.
5. Setelah itu masukkan tubifex kedalam media tersebut dengan dosis 2 gram permeter persegi.
6. Lakukan pemeliharaan tubifex tersebut dengan melakukan pemupukan susulan dan pemantauan pertumbuhan setiap sepuluh hari sekali.
7. Pemanenan tubifex dapat dilakukan setelah minimal 40 hari pemeliharaan.
Hal ini berdasarkan hasil penelitian Fadillah (2004) bahwa pertumbuhan populasi tubifex mencapai puncaknya setelah dipelihara selama 40 hari.
7.5. BIOENKAPSULASI
Untuk meningkatkan mutu pakan alami dapat dilakukan pengkayaan , istilah pengkayaan bisa juga disebut dengan bioenkapsulasi.
Pengkayaan terhadap pakan alami ini sangat penting untuk meningkatkan kualitas nutrisi dari pakan tersebut. Jenis pakan alami yang dapat dilakukan pengkayaan adalah dari kelompok zooplankton misalnya artemia, rotifer, daphnia, moina dan tigriopus. Semua jenis zooplankton tersebut biasanya diberikan kepada larva dan benih ikan air tawar, payau dan laut. Dengan meningkatkan mutu dari pakan alami dari kelompok ini dapat meningkatkan mutu dari larva dan benih ikan yang mengkonsumsi pakan tersebut. Peningkatan mutu pakan alami dapat dilihat dari meningkatkan kelangsunganhidup/sintasan larva dan benih yang dipelihara, meningkatkan pertumbuhan larva dan benih ikan serta meningkatkan daya tahan tubuh larva dan benih ikan.
Menurut Watanabe (1988) zooplankton dapat ditingkatkan mutunya dengan teknik bioenkapsulasi dengan menggunaan teknik omega yeast (ragi omega). Omega tiga merupakan salah satu jenis asam lemak tidak jenuh tinggi yaitu asam lemak yang mengandung satu atau lebih ikatan rangkap. Asam lemak ini tidak dapat disintesis di dalam tubuh dan merupakan salah satu dari asam lemak essensial. Ada dua metode yang dapat dilakukan untuk meningkatkan mutu pakan alami yaitu :
1. Indirect Method yaitu metode tidak langsung. Metode pengkayaan zooplankton secara tidak langsung dilakukan dengan cara
memelihara zooplankton dengan media Chlorella dan ragi roti Saccharomyces cerevisiae, dengan dosis sebanyak 1 gram yeast/106 sel/ml air alut perhari.
2. Direct Method yaitu metode langsung. Metode pengkayaan zooplankton secra tidak langsung adalah dengan cara membuat emulsi lipid. Lipids yang mengandung �� 3 HUFA di homogenisasi dengan sedikit kuning telur mentah dan air yang akan menghasilkan emulsi dan secara langsung diberikan kepada pakan alami dicampur dengan ragi roti. Tahapannya :
- Pembuatan emulsi lipid (mayonnaise)
- Pengecekkan ke Homoenisasi emulsi dibawah mikroskop
- Pencampuran dengan ragi roti
- Pemasukan emulsi kedalam media pakan alami
- Pemberian pakan alami langsung ke larva ikan
Adapun prosedur yang dapat dilakukan jika akan melakukan pengkayaan zooplankton adalah sebagai berikut :
Pengayaan terhadap Artemia salina sangat penting dilakukan untuk meningkatkan kualitas nutrisi dari pakan tersebut. Artemia salina merupakan salah satu jenis pakan alami dari kelompok zooplankton yang dapat diberikan kepada larva ikan konsumsi atau ikan hias. Pada stadia larva semua jenis ikan sangat membutuhkan nutrisi yang lengkap agar pertumbuhan larva sempurna sesuai dengan kebutuhannya. Pengkayaan terhadap pakan alami ini berdasarkan hasil penelitian yang dilakukan oleh peneliti dari Jepang dapat meningkatkan pertumbuhan. Alat dan bahan
• Mixer
• Minyak ikan
• Vitamin yang larut dalam air
• Kuning telur
• Aquades
• Ragi roti/fermipan
Langkah kerja :
1. Siapkan alat dan bahan
2. Timbanglah minyak ikan sebanyak 5 gram, vitamin yang larut dalam air sebanyak 10 gram dan kuning telur sebanyak 1 gram dan letakkan dalam wadah yang terpisah.
3. Masukkan 5 gram minyak ikan kedalam mixer dan lakukan homogenisasi selama 2 – 3 menit dengan alat tersebut.
4. Tambahkan 10 gram vitamin yang larut dalam air kedalam mixer dan tambahkan pula kuning telur mentah sebanyak 1 gram kemudian tambahkan 100 ml aquades.
5. Lakukanlah pencampuran dengan mixer selama 2 – 3 menit sampai terjadi campuran yang homogen.
6. Ambillah 20 ml emulsi yang telah dibuat pada langkah sebelumnya sebanyak 20 ml, dan tambahkan 5 gram ragi roti dan campurlah dengan air kultur artemia.
7. Jumlah emulsi yang telah dibuat diatas tersebut dapat dipergunakan untuk memperkaya jumlah nauplius artemia sebanyak 100 – 200 naupli perml, sedangkan untuk rotifer emulsi tersebut dapat dipergunakan untuk memperkaya sebanyak 500 - 1000 individu per liter.
Pemenuhan kebutuhan akan asam lemak essensial oleh larva ikan dapat dipenuhi dengan pemberian sumber pakan yang tepat yang
berasal dari hewani dan nabati pada pengkayaan pakan alami seperti minyak ikan dan minyak jagung. Pada umumnya komposisi minyak
ikan laut lebih komplek dan mengandung asam lemak tak jenuh berantai panjang pada minyak ikan laut terdiri dari asam lemak C18, C20 dan C22 dengan kandungan C20 dan C22 yang tinggi dan kandungan C16 dan C18 yang rendah. Sedangkan kandungan asam lemak ikan air tawar mengandung C16 dan C18 yang tinggi serta C20 dan C22 yang rendah. Komposisi lain yang terkandung dalam minyak ikan adalah lilin ester, diasil gliserol eter, plasmalogen netral dan fosfolipid. Terdapat pula sejumlah kecil fraksi yang tak tersabunkan, antara lain adalah : vitamin, sterol, hidrokarbon dan pigmen, dimana komponenkomponen ini banyak ditemukan pada minyak hati ikan bertulang rawan.
Bahan yang kaya akan asam lemak n-6 umumnya banyak dikandung oleh minyak yang berasal dari tumbuhan. Minyak jagung mengandung asam lemak linoleat (n-6) sekitar 53% (Stickney, 1979). Minyak jagung diperoleh dengan jalan ekstraksi bagian lembaga, baik dengan tekanan tinggi maupun dengan jalan ekstraksi menggunakan pelarut. Dalam pembuatan bahan emulsi untuk memperkaya Daphnia sp dapat ditambahkan juga kuning telur ayam mentah dan ragi roti (Saccharomyces cerevisiae ). Kandungan asam lemak dari
beberapa bahan yang dapat dipergunakan untuk membuat emulsi bioenkapsulasi dapat dilihat pada Tabel 7.10.


































Beri Penilaian
________________________________________
• Currently 0.00/5
• 1
• 2
• 3
• 4
• 5
Rating : 0.0/5 (0 votes cast)
Diperoleh dari "http://www.crayonpedia.org/mw/BAB_VII._TEKNOLOGI_PRODUKSI_PAKAN_ALAMI"
Kategori: Biologi SMK 11.2 IPA
Tampilan
• Artikel
• Pembicaraan
• Lihat sumber
• Versi terdahulu
• Print sebagai PDF
• chat
Peralatan pribadi
• Masuk log / buat akun
Navigasi
• Halaman Utama
• Portal komunitas
• Peristiwa terkini
• Perubahan terbaru
• Halaman sembarang
• Bantuan
• Org. Pendukung
• Donasi
Pencarian

Kotak peralatan
• Pranala balik
• Perubahan terkait
• Pemuatan
• Halaman istimewa
• Versi cetak
• Pranala permanen
• Print sebagai PDF
Share This!
• BlogMarks
• del.icio.us
• digg
• Facebook
• smarking
• Spurl
• Twitter
• Wists

• Halaman ini terakhir diubah pada 16:12, 3 November 2009.
• Halaman ini telah diakses sebanyak 186 kali.
• Kebijakan privasi
• Perihal Crayonpedia
• Penyangkalan